English

• 0.   引言

  恶性肿瘤致死率高、复发概率大，是人们生命健康的重大威胁。X射线放射治疗(RT)是常用的肿瘤治疗手段之一，其作用机制可分为2类：直接作用和间接作用。直接作用由高能电离辐射损伤引起，不借助任何破坏生物分子结构的中介，主要影响单链和双链DNA分子。间接作用由组织中的水电离产生羟基自由基(·OH)和其他活性氧(ROS)引起，这些ROS也会损害生物分子和DNA^[1]。然而与手术、化疗等治疗手段类似，放疗同样存在治疗不彻底、副作用大等缺点^[2]。化学动力学治疗(CDT)^[3]、光动力学治疗(PDT)^[4]和免疫治疗等是近年来新兴发展的治疗手段^[5-6]。其中CDT主要基于芬顿反应或类芬顿反应将肿瘤微环境的过氧化氢(H₂O₂)转化为高细胞毒性的·OH引发细胞凋亡，在抑制肿瘤生长方面具有区域特异性优势^[7-9]。然而单一化学动力学治疗受芬顿反应效率低、原位·OH产量低以及细胞内还原物质表达强等因素影响^{[8, 10]}，治疗效果欠佳，因此发展联合治疗、协同治疗成为必然趋势^[7]。X射线具有高组织穿透性，X射线辐射能产生丰富的二次电子，将X射线与化学动力学治疗结合，既可以发挥化学动力学治疗优势，降低X射线使用剂量以减少副作用，又可与现有X射线成像和放疗临床应用结合，推进深层肿瘤治疗进程，实现诊疗一体化^[11-12]。

  基于有机小分子药物或生物大分子的放射增敏剂对X射线吸收较弱，无法利用高能光子的物理相互作用实现放疗增敏效果。另一方面，高原子序数元素纳米粒子具有高的辐射吸收截面和X射线阻挡能力，可以增加纳米粒子周围细胞的局部剂量和局灶电离强度。高原子序数元素纳米粒子中，氧化铪纳米颗粒的放射增敏能力已在多项体内和体外研究中得以证实^[13-15]。功能化氧化铪纳米粒子可在肿瘤细胞的细胞质中积累并停留很长时间，并向细胞输送高剂量的能量^[16]。NBTXR3(Nanobiotix，法国)是一种粒径50 nm、表面被带负电荷的磷酸盐功能化的晶体氧化铪纳米粒子水溶液(pH=6~8)商品，可在肿瘤内注射并通过外照射激活产生放疗作用^[17-19]，其在软组织肉瘤患者Ⅱ/Ⅲ期临床试验中显示出很好的治疗结果^[20-21]。研究认为，氧化铪纳米颗粒具有足够的惰性，对活细胞没有毒性，很适合老年及对化疗不耐受的病人^[1]。然而无机纳米粒子难以体内代谢，可能对体内组织造成长期负面影响，因此其生物毒性一直是备受关注的课题^[22-23]。进一步提高纳米粒子生物兼容性、降低生物毒性是纳米诊疗面临的长期挑战。

  金属有机骨架(MOFs)材料因其生物兼容性好、结构可调性强、孔隙度高以及比表面大等优点，其作为有效癌症诊断和治疗的“一体化”材料被广泛应用于生物医药中^[24-25]。铪基纳米金属有机骨架(Hf-nMOFs)由于Hf元素优异的X射线阻挡能力和丰富的二次电子产生效率，在放射增敏剂方面具有很大潜力^[26-31]。基于此，本工作中设计并合成了八面体和片状2种不同形貌的Hf-nMOFs材料，经Fe³⁺修饰得到多功能金属有机骨架材料Hf-Fe-MOFs-1和Hf-Fe-MOFs-2。在X射线照射下，Hf-nMOFs材料中铪簇原子有效吸收X射线能量，在配体周围提供富电子环境，促进配位体系中Fe³⁺向Fe²⁺转变。Fe²⁺离子在肿瘤微环境中进一步通过芬顿反应生成具有细胞毒性的·OH，提高化学动力学治疗效率，实现低剂量X射线促进的化学动力学协同治疗，为开发用于深层肿瘤的纳米治疗平台提供了一种全新的设计策略。

  1.   实验部分

  1.1   材料制备

  1.1.1   试剂

  氯化铪(HfCl₄，99.99%)购自Sigma-Aldrich。2，2′-联吡啶-5，5′-二羧酸(H₂BPyDC，97%)购自上海毕得医药科技股份有限公司。氯化铁(98%)购自安徽泽升科技有限公司。罗丹明B(RhB，AR)和亚甲蓝(MB，99%)购自上海阿拉丁生化科技股份有限公司。2′，7′-二氯二氢荧光素二乙酸酯(DCFH-DA，100T)和噻唑蓝(MTT，纯度不低于98%)购自江苏凯基生物技术股份有限公司，其它试剂(AR)均购自国药集团化学试剂有限公司。所有试剂直接使用，未做进一步纯化处理。

  1.1.2   Hf-MOFs-1的制备

  将N，N-二甲基甲酰胺(DMF，10 mL)、HfCl₄(30 mg)和H₂BPyDC(23.2 mg)加入100 mL聚四氟乙烯内胆中，随后加入冰醋酸(0.15 mL)，超声10 min后装入反应釜，120 ℃恒温静置晶化72 h。样品经离心分离(12 000 r·min^-1，10 min)，依次用DMF和无水乙醇各超声洗涤3次，以除去残留的反应物和DMF，洗涤后的样品分散到乙醇中保存。

  1.1.3   Hf-MOFs-2的制备

  制备过程与Hf-MOFs-1类似：DMF(4 mL)、HfCl₄ (10 mg)和H₂BPyDC(7.6 mg)加入100 mL聚四氟乙烯内胆中，随后加入三氟乙酸(TFA，10 µL)和水(50 µL)，超声10 min后装入反应釜，80 ℃恒温静置晶化24 h。经离心、洗涤后分散到乙醇中保存。

  1.1.4   Fe³⁺功能化

  量取Hf-MOFs(Hf-MOFs-1或Hf-MOFs-2)乙醇分散液(10 mg·mL^-1，2 mL)加入20 mL的玻璃瓶中，然后加入氯化铁乙醇溶液(10 mg·mL^-1，6 mL)，室温搅拌24 h(600 r·min^-1)，离心分离(12 000 r·min^-1，10 min)，无水乙醇洗涤3次，最后分散在乙醇中，得到Fe³⁺功能化的Hf-Fe-MOFs-1和Hf-Fe-MOFs-2样品。

  1.1.5   罗丹明B荧光标记

  将Hf-Fe-MOFs-1或Hf-Fe-MOFs-2乙醇分散液(10 mg·mL^-1，2 mL)缓慢滴入RhB乙醇溶液(5 mg·mL^-1，2 mL)，室温搅拌24 h(600 r·min^-1)，离心分离(12 000 r·min^-1，10 min)，无水乙醇洗涤3次，最后分散在乙醇中备用，得RhB荧光标记的Hf-Fe-RhB-MOFs-1和Hf-Fe-RhB-MOFs-2样品。

  1.2   分析表征

  透射电子显微镜(TEM) 照片通过FEI Talos F200X场发射高分辨透射电子显微镜拍摄，电子枪发射电压3 800 V，加速电压200 kV，将样品乙醇溶液滴于铜网上用于测试，能量色散X射线光谱(EDS)分析和扫描透射元素分布面扫(STEM-Mapping)分析在相同仪器上进行。粉末X射线衍射(PXRD)分析在布鲁克D8 Advance型衍射仪上进行，铜靶Kα射线(波长0.154 18 nm)，工作电压40 kV，电流40 mA，扫描范围4°~25°，步长0.02°，每步停留时间0.2 s。单晶的PXRD图根据其CIF文件通过Diamond软件模拟得到。动态光散射(DLS)激光粒度分析在Brookhaven ZetaPALS激光粒度仪上进行，以4.5 mL四面透光型石英比色皿盛装样品。

  1.3   性能测试

  1.3.1   ROS产生能力检测

  通过MB降解实验评估材料产生·OH的能力。首先配制质量浓度为20 mg·L^-1的MB溶液，加入少量H₂O₂和稀盐酸获得模拟肿瘤环境溶液(c_H2O2=100 µmol·L^-1，pH=5.4)。然后分别取等量检测液，加入待检测材料，通过紫外可见分光光度计跟踪MB吸收光谱，扫描范围500~800 nm，通过溶液吸收光谱的变化分析产生·OH的能力。

  采用香豆素作为荧光探针进一步分析·OH的生成。配制香豆素溶液(1 mmol·L^-1)，加入少量H₂O₂和稀盐酸(c_H2O2=100 µmol·L^-1，pH=5.4)，取等量检测液与等量待测材料混合后置于荧光比色皿中，跟踪7-羟基香豆素荧光强度。激发波长345 nm，检测波长455 nm^[32]。需X射线照射时，照射条件为吸收剂量率4.5 mGy·s^-1、照射时间5 min。

  1.3.2   细胞成像

  实验选取人体宫颈癌细胞株(HeLa)为研究样本。该细胞株由中国科学院生物化学与细胞生物学研究所提供。在细胞培养箱中，利用含有10% 胎牛血清(FBS) 的Dulbecco′s modified Eagle′s medium (DMEM)培养基培养。将HeLa细胞接种在2个共聚焦培养皿中，孵育生长24 h，除去培养液，分别加入1 mL浓度为80 µg·mL-1的Hf-Fe-RhB-MOFs-1和Hf-Fe-RhB-MOFs-2的DMEM(-)分散液培养6 h，随后用磷酸缓冲盐溶液(PBS)小心冲洗共聚焦皿中贴壁生长的细胞，以除去未被细胞摄取的材料。然后分别加入1 mL DMEM(-)培养基，利用Olympus FV1000激光共聚焦扫描显微镜获取细胞荧光图像(来自摄取材料中的RhB)。细胞成像条件：40倍物镜，激光发射波长559 nm，探测器采集通道设置为600~700 nm，数据由PicoQuant公司提供的专业软件进行处理。

  1.3.3   细胞内ROS产生以及细胞毒性表征

  将HeLa细胞接种在2个共聚焦培养皿中孵育24 h(37 ℃、CO₂体积分数5% 和100% 湿度)，除去上层培养液，分别加入1 mL浓度80 µg·mL^-1的Hf-Fe-MOFs-1和Hf-Fe-MOFs-2的DMEM(-)分散液培养6 h，随后使用X射线(4.5 mGy·s^-1)照射5 min后继续培养6 h，用PBS小心冲洗共聚焦皿中贴壁生长的细胞，以除去未被细胞摄取的材料。然后分别加入1 mL DMEM(-)培养液和10 µL DCFH-DA指示剂，培养30 min后使用Olympus FV1000激光共聚焦扫描显微镜观察照射前后细胞内DCF的荧光强度和细胞形态。激光发射波长488 nm，探测器采集通道设置为500~600 nm。

  通过标准MTT法测定细胞存活率。将HeLa细胞以每孔10⁴接种到96孔板，每孔细胞悬浮液量为150 µL，于细胞培养箱中培养24 h，除去孔内培养液，加入含一定浓度材料的DMEM(-)培养液继续培养24 h，使用X射线(4.5 mGy·s^-1)照射5 min，继续培养6 h，再加入MTT培养液(20 µL，5 mg·mL^-1)继续培养4 h后终止培养。小心吸去上层培养液，每孔加入150 µL DMSO，于培养箱中放置30 min后取出，在酶联免疫监测仪上测定各孔490 nm处的吸光度，相应抑制率按下式计算：η=[(A_c-A_s)/A_c]×100%，其中η为抑制率，A_c为对照组吸光度，A_s为给药组吸光度。

  2.   结果与讨论

  2.1   纳米材料结构表征

  Hf-MOFs-1为八面体结构的纳米晶颗粒(图 1a)，粒径分布窄，TEM显示颗粒尺寸主要在100~200 nm之间，与DLS粒度分布结果基本一致(图 1b)，说明晶粒单分散性较好，且颗粒间基本无团聚。Hf-MOFs-2为片状结构(图 1c)，TEM显示片层厚度集中在17~24 nm之间，DLS显示粒度主要分布于140~170 nm之间(图 1d)。TEM结果显示分别以乙酸和TFA-H₂O为结构调节剂，采用溶剂热法可顺利制得八面体形貌(Hf-MOFs-1)和片状形貌(Hf-MOFs-2)的Hf-nMOFs材料，且二者的粒径均适宜生物医学应用。

  图 1

  

  图 1.  (a) Hf-MOFs-1的TEM照片; (b) Hf-MOFs-1的DLS粒度分布图; (c) Hf-MOFs-2的TEM照片(插图标尺为10 nm); (d) Hf-MOFs-2的DLS粒度分布图; (e) Hf-MOFs-1和Hf-MOFs-2的XRD图; (f) 基于UiO-66-BPyDC单晶结构推测的Hf-nMOFs结构示意图

  Figure 1.  (a) TEM image of Hf-MOFs-1; (b) DLS diameter distribution of Hf-MOFs-1; (c) TEM images of Hf-MOFs-2 (the scale bar in the inset is 10 nm); (d) DLS diameter distribution of Hf-MOFs-2; (e) XRD patterns of Hf-MOFs-1 and Hf-MOFs-2; (f) Structural illustration of Hf-nMOFs based on UiO-66-BPyDC single crystal

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  XRD图显示Hf-MOFs-1和Hf-MOFs-2具有相同的峰形特征(图 1e)，且与由UiO-66-BPyDC系列单晶结构^[33](CCDC：1509775)模拟得到的XRD图基本一致，均在2θ=5.69°、6.59°、9.35°、10.97°和11.44°显示出5个特征衍射峰，分别对应(111)、(002)、(022)、(113)和(222)晶面。该结果显示所得Hf-MOFs-1和Hf-MOFs-2为UiO-66系列Hf-nMOFs材料，结构示意图如图 1f所示。

  铁离子是常用的芬顿反应催化剂，是实现CDT的一个催化中心^[9]，对后续协同治疗有着重要的作用，故以FeCl₃对Hf-MOFs-1和Hf-MOFs-2进行了Fe³⁺修饰。Fe³⁺扩散至MOFs表面和孔道内，与配体BPyDC中的氮原子配位^[34]，形成Fe³⁺改性的Hf-Fe-MOFs纳米晶。STEM-Mapping结果显示Hf-Fe-MOFs纳米晶中除Hf、C、O等Hf-nMOFs的元素外，可见明显Fe元素信号(图 2)，显示Fe³⁺修饰成功。Fe元素在纳米晶内分布均匀(图 2)，说明Fe³⁺顺利扩散进入MOFs孔道内，而非单纯表面吸附。EDS结果显示Hf-Fe-MOFs-1中铁铪原子比(n_Fe/n_Hf)为1.106(图 2a)，略高于Hf-Fe-MOFs-2的0.951(图 2b)，但差异并不显著，说明实验条件下孔道内扩散阻力并未影响Fe³⁺的吸附修饰。图 2结果说明不同形貌的Hf-nMOFs在实验条件下吸附Fe³⁺的能力无显著差异，不同形貌Hf-Fe-MOFs中Fe³⁺浓度相当，不会因Fe³⁺浓度差异引起CDT活性的明显偏差。

  图 2

  

  图 2.  (a) Hf-Fe-MOFs-1和(b) Hf-Fe-MOFs-2的STEM-Mapping元素分布图

  Figure 2.  STEM-Mapping images of elemental distributions of (a) Hf-Fe-MOFs-1 and (b) Hf-Fe-MOFs-2

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  2.2   纳米材料体外·OH产生能力评估

  Hf-nMOFs具有CDT活性，能催化芬顿反应产生·OH引发细胞凋亡^[34]。为表征Hf-nMOFs和Hf-Fe-MOFs的芬顿反应催化活性，通过MB褪色法检测·OH的产生情况。MB在强氧化剂·OH作用下褪色，664 nm处的特征吸收峰消失，跟踪MB的吸收曲线变化可表征细胞内·OH的产生情况。

  不同材料存在下MB吸光度随时间变化的测量在模拟肿瘤微环境的弱酸性(pH=5.4)和富H₂O₂条件下进行，吸收光谱每隔3 min收集一次，结果如图 3a所示。除空白样外，各组样品的吸光度均显著下降，但不同样品间的下降程度明显分化。整体上吸光度下降程度由大到小为Hf-Fe-MOFs-2@X-ray＞Hf-Fe-MOFs-1@X-ray＞Hf-Fe-MOFs-2＞Hf-MOFs-2＞Hf-Fe-MOFs-1＞Hf-MOFs-1＞control，在15 min作用期内分别降低了0.225、0.193、0.145、0.091、0.078、0.05和0.008。从图 3a结果可以看出，Hf-MOFs-2吸光度下降量为Hf-MOFs-1的18.2倍，显示材料形貌对产生·OH有极显著的影响。此外值得一提的是，Hf-Fe-MOFs-2吸光度下降量为Hf-Fe-MOFs-1的1.86倍(图 3a)，明显大于二者Fe³⁺浓度的差别(1.16倍，图 2)，说明即使Fe³⁺修饰后，形貌对产生·OH的影响依然占主导作用。

  图 3

  

  图 3.  在不同样品溶液中或X射线照射下(a) MB吸光度变化和(b) 香豆素荧光强度变化与时间的关系; (c) RT和CDT协同诊疗机理示意图

  Figure 3.  (a) Absorbance change of MB and (b) fluorescence intensity change of coumarin as a function of time in solution with different samples or under irradiation of X-ray; (c) Schematic illustration of synergistic therapy of RT and CDT

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  为排除材料吸附可能对光谱吸收造成的干扰，进一步使用香豆素荧光捕获法对材料体外产生·OH的能力进行表征。香豆素作为荧光探针，捕获高活性的·OH转化为具有荧光发射的7-羟基香豆素，荧光强度与·OH浓度成正比。因此跟踪不同材料体系和辐射条件下的荧光强度变化即可表征·OH的产生情况，结果如图 3b所示。荧光增强值从大到小依次为Hf-Fe-MOFs-2@X-ray＞Hf-Fe-MOFs-1@ X-ray＞Hf-Fe-MOFs-2＞Hf-Fe-MOFs-1＞Hf-MOFs-2＞Hf-MOFs-1＞control，与MB表征结果一致。

  MB降解结果和香豆素荧光探针结果均表明，片状结构Hf-nMOFs产生·OH的效果明显优于八面体结构的Hf-nMOFs，Fe³⁺改性又优于未改性，且形貌的影响大于Fe³⁺改性的影响，这得益于片状形貌更有利于·OH的扩散。·OH的有效扩散半径约为20 nm^[35]，八面体颗粒各个方向均较大的尺寸(100~200 nm)阻碍了产生的·OH与MB的结合，而片状形貌厚度方向较小的尺寸(17~24 nm)则有利于产生的·OH快速扩散至表面与MB结合(图 3c)。Hf-Fe-MOFs-2的片状结构和Fe³⁺修饰双重有利因素使其成为产生·OH效果最好的材料。此外，X射线照射显著增强了材料产生·OH的能力，Hf-Fe-MOFs-2@X-ray和Hf-Fe-MOFs-1@X-ray产生·OH的能力明显高于其它样品。虽然Hf-Fe-MOFs-1产生·OH的能力低于Hf-Fe-MOFs-2，但Hf-Fe-MOFs-1@X-ray产生·OH的能力高于Hf-Fe-MOFs-2(图 3a和3b)。这源于在X射线照射下，Hf-Fe-MOFs中的铪簇中心能有效沉积X射线，产生大量高能电子，将H₂O部分转化为·OH，形成RT效应；同时部分高能电子通过弛豫效应转换成低能电子富集在MOF孔道内，使周围配体处于富电子环境，这些富集的电子加速了Fe³⁺向Fe²⁺的还原，促进了芬顿反应产生·OH^[34]，提高了CDT效果(图 3c)。因此，X射线照射与材料CDT结合，有利于在肿瘤微环境中原位产生丰富的·OH引发细胞凋亡，形成良好的协同治疗效果。同时X射线能突破组织深度的障碍，利于实现深层治疗。

  2.3   纳米材料的细胞实验

  体外实验结果表明Hf-nMOFs材料具有优异的·OH产生能力，因此进一步将其应用于细胞中，研究其在细胞环境中的RT和CDT效果。我们首先考察nMOFs材料的细胞摄入效果。nMOFs孔道结构有利于获得RhB标记的样品(Hf-Fe-RhB-MOFs-1和Hf-Fe-RhB-MOFs-2)。该样品在554 nm激发下发射波长580 nm的红色荧光，可通过检测细胞内材料的荧光判断其内吞效应。Hf-Fe-MOFs材料与RhB反应的产物经离心洗涤后上层清液和下层固体的荧光发射结果显示(图 4a)，固体产物在580 nm附近有强烈的荧光信号，而上清液无相应荧光发射，说明RhB与Hf-MOFs结合牢固，基本不会重新扩散至溶液中。因此后续检测到的荧光信号一定来自具有RhB标记的材料，而非游离的RhB。Hf-Fe-RhB-MOFs-1和Hf-Fe-RhB-MOFs-2分别与细胞共孵育6 h后的激光共聚焦显微镜照片如图 4b所示。图中显示暗场下有聚集的红色荧光团，结合明场图可知红色荧光均位于细胞质中，说明材料能够顺利进入细胞并于细胞内富集。这为后续治疗和进一步的细胞实验研究提供了基础。

  图 4

  

  图 4.  (a) Hf-Fe-MOFs与RhB反应产物经离心洗涤后的下层固体和上层清液的荧光发射图; (b) 细胞摄取Hf-Fe-RhB-MOFs-1和Hf-Fe-RhB-MOFs-2后的激光共聚焦荧光显微镜明暗场成像图(标尺: 200 µm)

  Figure 4.  (a) Fluorescence-emission spectra of the supernatant and the solid at the bottom after centrifugation for the products of the reaction between Hf-Fe-MOFs and RhB; (b) Bright and dark field confocal images for cells being preincubated Hf-Fe-RhB-MOFs-1 and Hf-Fe-RhB-MOFs-2, respectively (Scale bar: 200 µm)

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  为研究细胞的暗毒性与光毒性，采用MTT法测试不同条件下的细胞存活率。首先模拟肿瘤微环境，考察了不同H₂O₂浓度的培养基对细胞存活率的影响。如图 5a所示，随H₂O₂浓度增加，细胞存活率逐渐降低，但当浓度为100 µmol·L^-1时细胞存活率仍能达到90%；H₂O₂浓度进一步增大，细胞存活率降低略多，至接近80%。鉴于此，后续细胞实验中培养基的H₂O₂浓度定为100 µmol·L^-1。在此H₂O₂浓度下分别测试了Hf-Fe-MOFs-2、Hf-Fe-MOFs-1、Hf-MOFs-2和Hf-MOFs-1在质量浓度80 mg·L^-1及有无X射线照射条件下细胞的存活情况，以验证材料与X射线的协同作用。如图 5b所示，X射线照射能降低细胞存活率(control组)，而加入材料后能进一步降低细胞存活率，显示出材料与X射线良好的协同作用。其中Hf-Fe-MOFs-2材料在X射线照射下对细胞的杀伤最强，细胞存活率低至64.07%，这与体外·OH的产生能力相吻合。

  图 5

  

  图 5.  (a) H₂O₂浓度对细胞存活率的影响; (b) 不同材料和X射线照射条件下的细胞存活情况(ρ_material=80 mg·L^-1)

  Figure 5.  (a) Influence of H₂O₂ concentration on cell viability; (b) Cell viabilities at different X-ray radiation conditions with different materials (ρ_material=80 mg·L^-1)

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  进一步地，我们利用DCFH探针检测了X射线照射后细胞内的ROS产生情况，结果如图 6所示。共聚焦显微镜观察到细胞内明显的荧光发射，显示细胞内有ROS物种产生，该结果与体外溶液中检测结果相吻合。Hf-Fe-MOFs-1和Hf-Fe-MOFs-2均可以通过Hf元素增敏，提高放疗中·OH的产率。此外，片状结构更加有利于·OH的扩散，细胞内生成的·OH更多，因而相同条件下Hf-Fe-MOFs-2的荧光强度更强(图 6b)。

  图 6

  

  图 6.  在X射线照射下用(a) Hf-Fe-MOFs-1和(b) Hf-Fe-MOFs-2处理的DCFH标记的HeLa细胞的荧光图像

  Figure 6.  Fluorescent images of DCFH-labeled HeLa cells treated with (a) Hf-Fe-MOFs-1 and (b) Hf-Fe-MOFs-2 under X-ray irradiation

  Scale bar=200 µm.

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  3.   结论

  采用溶剂热法制备得到八面体形貌和片状形貌的铪基纳米MOFs材料Hf-MOFs-1和Hf-MOFs-2，经Fe³⁺修饰后用于构筑基于X射线激发的肿瘤放疗增敏-化学动力学协同治疗平台。MB降解和香豆素荧光发射均表明所制备的材料具有良好的体外产生·OH的能力。材料形貌显著影响·OH的产生，其中片状结构Hf-nMOFs优于八面体结构的Hf-nMOFs，而Fe³⁺修饰能进一步增强·OH的产生。X射线照射能显著提高·OH的产生能力，显示出材料与X射线的协同治疗作用。细胞实验表明2种形貌的Hf-Fe-MOFs均具有良好的细胞摄入性，并在低剂量X射线辐射下(4.5 mGy·s^-1，5 min)对肿瘤细胞产生明显杀伤；共聚焦荧光显微镜也观察到细胞内产生的ROS，证实了高原子序数元素Hf和Fe³⁺功能化的Hf-Fe-MOFs诊疗平台能有效实现放疗增敏和化学动力学治疗的协同。整体上，片状结构的Hf-Fe-MOFs-2在X射线照射下的协同治疗效果最佳。

  
  
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  图 1  (a) Hf-MOFs-1的TEM照片; (b) Hf-MOFs-1的DLS粒度分布图; (c) Hf-MOFs-2的TEM照片(插图标尺为10 nm); (d) Hf-MOFs-2的DLS粒度分布图; (e) Hf-MOFs-1和Hf-MOFs-2的XRD图; (f) 基于UiO-66-BPyDC单晶结构推测的Hf-nMOFs结构示意图

  Figure 1  (a) TEM image of Hf-MOFs-1; (b) DLS diameter distribution of Hf-MOFs-1; (c) TEM images of Hf-MOFs-2 (the scale bar in the inset is 10 nm); (d) DLS diameter distribution of Hf-MOFs-2; (e) XRD patterns of Hf-MOFs-1 and Hf-MOFs-2; (f) Structural illustration of Hf-nMOFs based on UiO-66-BPyDC single crystal

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  图 2  (a) Hf-Fe-MOFs-1和(b) Hf-Fe-MOFs-2的STEM-Mapping元素分布图

  Figure 2  STEM-Mapping images of elemental distributions of (a) Hf-Fe-MOFs-1 and (b) Hf-Fe-MOFs-2

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  图 3  在不同样品溶液中或X射线照射下(a) MB吸光度变化和(b) 香豆素荧光强度变化与时间的关系; (c) RT和CDT协同诊疗机理示意图

  Figure 3  (a) Absorbance change of MB and (b) fluorescence intensity change of coumarin as a function of time in solution with different samples or under irradiation of X-ray; (c) Schematic illustration of synergistic therapy of RT and CDT

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  图 4  (a) Hf-Fe-MOFs与RhB反应产物经离心洗涤后的下层固体和上层清液的荧光发射图; (b) 细胞摄取Hf-Fe-RhB-MOFs-1和Hf-Fe-RhB-MOFs-2后的激光共聚焦荧光显微镜明暗场成像图(标尺: 200 µm)

  Figure 4  (a) Fluorescence-emission spectra of the supernatant and the solid at the bottom after centrifugation for the products of the reaction between Hf-Fe-MOFs and RhB; (b) Bright and dark field confocal images for cells being preincubated Hf-Fe-RhB-MOFs-1 and Hf-Fe-RhB-MOFs-2, respectively (Scale bar: 200 µm)

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  图 5  (a) H₂O₂浓度对细胞存活率的影响; (b) 不同材料和X射线照射条件下的细胞存活情况(ρ_material=80 mg·L^-1)

  Figure 5  (a) Influence of H₂O₂ concentration on cell viability; (b) Cell viabilities at different X-ray radiation conditions with different materials (ρ_material=80 mg·L^-1)

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  图 6  在X射线照射下用(a) Hf-Fe-MOFs-1和(b) Hf-Fe-MOFs-2处理的DCFH标记的HeLa细胞的荧光图像

  Figure 6  Fluorescent images of DCFH-labeled HeLa cells treated with (a) Hf-Fe-MOFs-1 and (b) Hf-Fe-MOFs-2 under X-ray irradiation

  Scale bar=200 µm.

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