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• 在过去十年中, 重金属和过渡金属对人类健康的危害和环境的污染已被广泛报道.在各种重金属离子中, Cd²⁺引起了人们的极大关注, 因为镉广泛用于工业、农业和军事等领域.而且, Cd²⁺被认为是一种人类致癌物质, 因为它可以通过食物链在生物组织中累积超过10年.此外, 长期接触Cd²⁺也对人类健康产生严重影响, 如肾功能不全、肺活量减少、心血管疾病、钙代谢紊乱、白血病和前列腺癌等^[1].焦磷酸(${{\rm{P}}_{\rm{2}}}{\rm{O}}_{\rm{7}}^{{\rm{4 - }}}$, PPi)是腺嘌呤核苷三磷酸(ATP)与核苷酸三磷酸酯水解的产物, 在DNA/RNA聚合等生化反应中起着重要作用^[2].此外, PPi浓度的差异也被用来监测或诊断一些疾病.例如, 焦磷酸二氢钙(CPPD)晶体沉积病主要由滑液中异常高水平的PPi引起^[3], 鉴于PPi的重要生理作用, 迫切需要实现PPi的定量测定.相对于传统的检测方法[原子吸收光谱法(AAS)、原子荧光光谱法(AFS)、电感耦合等离子体原子发射光谱法(ICP-AES)、电感耦合等离子体质谱法(ICP-MS)], 显色和荧光化学传感器因其高灵敏度、简单性、低成本、快速响应和实时检测而备受关注, 在环境、生物和工业领域都具有广泛的应用价值^[4].

  能够识别多个目标的传感器在检测分析物时将比一对一的分析过程更有效和便捷, 并且可以节省成本.其中, 基于席夫碱的传感器, 由于它具有优异的荧光性能、明亮的光致变色性能、极好的热稳定性和快的响应时间等优点而被用于各种离子的检测^[5~7].然而, 大多数荧光传感器只用于单一检测特定金属离子, 而用于连续检测的逻辑门荧光化学传感器的报道相对较少.尤其是在其他常见干扰阳离子/阴离子存在的情况下在含水介质中实现高选择性和高灵敏度的检测尤为重要.光致电子转移(PET)荧光传感器通常由两个结构单元组成:受体单元和荧光载体单元.受体单元用于特定识别目标离子, 其通常包含作为离子鳌合剂的N, O和S原子; 荧光载体单元, 用于将主体与客体的识别转化为荧光信号, 通常包含有罗丹明、香豆素、喹诺酮和喹啉基团^[8].主体分子在无束缚状态下, 受体单元可以自由旋转, PET受阻荧光团单元产生强烈荧光.通常, 受体单元与特定离子结合时其孤对电子与荧光团的π轨道之间发生电子转移产生PET效应, 强烈地淬灭荧光团的荧光^[9].因此, 我们基于PET机理设计并合成了一种新型8-羟基喹啉席夫碱的荧光传感器, 因为其能形成独特的刚性共轭结构, 使得该传感器具有非常优异的荧光连续传感Cd²⁺和PPi性能.通过B3LYP/6-31G(d, p)的量子化学计算验证了L和Cd²⁺之间的可能的络合模式.

  1.   结果与讨论

  1.1   新型传感器L的设计与合成

  我们的设计是通过将化合物c和2-氨基吡啶结合得到共轭结构更大的分子来构建传感器L (Scheme 1).化合物L的化学结构通过FT-IR, ¹H和¹³C NMR和HRMS技术进行了表征.

  图式 1

  

  图式 1.  化合物L的合成

  Scheme 1.  Synthesis of compound L

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  1.2   荧光和吸收光谱研究

  首先使用荧光光谱研究了传感器L与不同阳离子之间的相互作用.如图 1所示.传感器L在DMSO/H₂O (V/V＝1/1, 0.01 mol/L, Hepes-HCl buffer, pH＝7.20)溶液中在537 nm处显示出较强的荧光发色峰(λ_ex: 320 nm).加入常见的碱金属离子、碱土金属离子和其他过渡金属离子(如Na⁺, K⁺, Ag⁺, Zn²⁺, Mg²⁺, Ba²⁺, Ca²⁺, Mn²⁺, Pb²⁺, Hg²⁺, Ni²⁺, Co²⁺, Cr³⁺, Fe³⁺, Al³⁺等)均没有产生明显的光谱变化.然而Cd²⁺的加入迅速猝灭了传感器L的荧光.并且, 在紫外灯照射下, 观察到从蓝色到无色的颜色变化, 表明形成了L-Cd²⁺络合物.然而, Cu²⁺的加入使得传感器L的荧光强度也有一定程度的降低, 这可能是由于Cu²⁺的顺磁性特征导致的荧光猝灭现象^{[10, 11]}. Cu²⁺的存在对传感器L检测Cd²⁺会产生一定程度干扰, 但是其他常见金属离子的存在并不会使传感器L对Cd²⁺的检测产生影响. Cd²⁺的加入导致传感器L的荧光猝灭可能是由于传感器L的酚羟基与Cd²⁺配位后电子云密度减小, 促使分子内的光致电子转移(PET)过程变得容易, 从而观测到荧光猝灭现象^[12].

  图 1

  

  图 1.  在DMSO/H₂O (V/V＝1/1, 0.01 mol/L, Hepes-HCl buffer, pH＝7.20)缓冲溶液中加入5.0 equiv.不同金属离子(Na⁺, K⁺, Ag⁺, Zn²⁺, Mg²⁺, Ba²⁺, Ca²⁺, Mn²⁺, Pb²⁺, Hg²⁺, Ni²⁺, Cd²⁺, Co²⁺, Cu²⁺, Cr³⁺, Fe³⁺和Al³⁺)后传感器L的荧光发射峰(λ_ex＝320 nm)

  Figure 1.  Fluorescent intensity (λ_ex＝320 nm) of sensor L upon the addition of 5 equiv. different metal ions Na⁺, K⁺, Ag⁺, Zn²⁺, Mg²⁺, Ba²⁺, Ca²⁺, Mn²⁺, Pb²⁺, Hg²⁺, Ni²⁺, Cd²⁺, Co²⁺, Cu²⁺, Cr³⁺, Fe³⁺ and Al³⁺ in DMSO/H₂O solution (V/V＝1/1, 0.01 mol/L, Hepes-HCl buffer, pH＝7.20)

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  为了进一步研究Cd²⁺与传感器L之间的相互作用, 进行了荧光滴定实验(图 2a).传感器L在537 nm处的荧光强度随着Cd²⁺浓度的增加逐渐减弱, 在增加到1.35 equiv.后其荧光几乎完全淬灭. Job's曲线图(图 3a)表明在DMSO/H₂O (V/V＝1/1, 0.01 mol/L, Hepes-HCl buffer, pH＝7.20)溶液中, L与Cd²⁺的配位比为1:1^[13].同时质谱检测也验证了L与Cd²⁺形成1:1配合物.对537 nm处测得的荧光滴定曲线进行非线性拟合确定了L与Cd²⁺的结合常数K_a＝4.37×10⁴ L/mol.此外, 通过公式LOD＝3σ/k计算出对Cd²⁺的检出限为5.87×10⁻⁸ mol/L (图 2b), 并且具有良好的线性关系, 相关系数(R²)为0.9900.

  图 2

  

  图 2.  (a) 在传感器L (3.33×10^－5 mol/L)的DMSO/H₂O (V/V＝1/1, 0.01 mol/L, Hepes-HCl缓冲液, pH＝7.20)溶液中加入不同浓度的Cd²⁺ (0~1.35 equiv.)的荧光光谱和(b)传感器L荧光强度与Cd²⁺浓度的线性关系图

  Figure 2.  (a) Fluorescent spectra of sensor L (3.33×10^－5 mol/L) with the addition of various concentration of Cd²⁺ (0~1.35 equiv.) in DMSO/H₂O solution (V/V＝1/1, 0.01 mol/L, Hepes-HCl buffer, pH＝7.20) and (b) linear relationship of fluorescence intensity of sensor L as a function of Cd²⁺

  Inset: Visual color changes observed in solution of L (left) and L-Cd²⁺ (right) after addition of 3.0 equiv. of Cd²⁺ ion

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  图 3

  

  图 3.  (a) 在DMSO/H₂O (V/V＝1/1, 0.01 mol/L, Hepes-HCl buffer, pH＝7.20)溶液中传感器L对于Cd²⁺的Job's曲线和(b)溶液pH对传感器L检测能力的影响

  Figure 3.  Job's plot for the sensor L with Cd²⁺in DMSO/ H₂O solution (V/V＝1/1, 0.01 mol/L, Hepes-HCl buffer, pH＝7.20), and (b) pH's impact of recognition ability of sensor L

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  金属离子的竞争实验表明(图 4), 除铜离子外, Cd²⁺(3.33×10^－5 mol/L)与其它金属离子(1.65×10^－4 mol/L)混合引起的荧光猝灭与单纯Cd²⁺引起的荧光猝灭相似.由此可知, 大多数干扰离子的存在不会影响传感器L对Cd²⁺的检测.为了更好地验证传感器L在生理环境中的适用性, 研究了溶液pH对传感器L的荧光性能的影响实验(图 3b). L在较宽的pH范围内保持较强的荧光.在L的溶液中加入Cd²⁺后, 其荧光迅速降低, 而在6~8的pH范围内其荧光猝灭最完全.因此, 该传感器在生物系统中具有潜在的应用前景^[14].

  图 4

  

  图 4.  不同金属离子的双离子混合溶液对传感器L的干扰

  Figure 4.  Interference of other metal ions in a binary mixture solution of sensor L

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  UV-Vis滴定实验表明, 在增加Cd²⁺离子(0~1.15 equiv.)后在上述溶液中, λ＝264和306 nm处的吸收带随着Cd²⁺离子浓度的增加吸光度逐渐减小. λ＝350 nm处的吸光度逐渐增大.当添加1.15 equiv. Cd²⁺后, 其峰值达平衡, 吸光度不再发生变化.在λ＝326 nm和284 nm处出现的等吸收点说明L与Cd²⁺离子结合后形成了稳定的配合物.为了探究Cd²⁺对L荧光猝灭的机理, 测定了L-Cd²⁺的¹H NMR.如图 5所示, ¹H NMR分析显示羟基(OH)上的质子峰消失, 表明络合过程中羟基参与了配位.猜测Cd²⁺离子可能通过羟基、噁唑, 喹啉和席夫碱的N原子形成配位作用.这种配位作用导致了L的荧光猝灭.由于与Cd²⁺离子配位, 发射光谱没有明显的位移, 而且表现出明显的荧光猝灭响应.我们推测L是基于PET机理实现荧光的猝灭^[15].

  图 5

  

  图 5.  加入1.0 equiv. Cd(NO₃)₂后传感器L的氢谱(DMSO-d₆)

  Figure 5.  ¹H NMR spectra of sensor L with Cd(NO₃)₂ in DMSO-d₆

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  考虑到L对Cd²⁺的键合性能, 配合物L-Cd²⁺可能是一种离子置换法探测阴离子的传感器.为了验证这一猜想, 进一步研究了配合物L-Cd²⁺对各种阴离子的检测性能.如图 6所示, 在过量加入Cl^－, Br^－, I^－, ${\rm{SO}}_{\rm{4}}^{{\rm{2 - }}}$, ${\rm{SO}}_{\rm{3}}^{{\rm{2 - }}}$, ${{\rm{S}}_{\rm{2}}}{\rm{O}}_{\rm{8}}^{\rm{ - }}$, ${\rm{PO}}_{\rm{4}}^{{\rm{3 - }}}$, ${\rm{NO}}_{\rm{3}}^{\rm{ - }}$, ${\rm{CO}}_{\rm{3}}^{{\rm{2 - }}}$, AC^－, $HCO_3^ - $, ${\rm{HSO}}_{\rm{4}}^{\rm{ - }}$, ${\rm{HPO}}_{\rm{4}}^{{\rm{2 - }}}$, C₆H₅COO^－, ATP, ADP, ${\rm{O}}_{\rm{2}}^{\rm{ - }}$, ${{\rm{C}}_{\rm{2}}}{\rm{O}}_{\rm{4}}^{{\rm{2 - }}}$, ${\rm{HSO}}_{\rm{3}}^{\rm{ - }}$, ${{\rm{H}}_{\rm{2}}}{\rm{PO}}_{\rm{4}}^{\rm{ - }}$等阴离子后, 荧光光谱并无明显变化, 而加入${{\rm{P}}_{\rm{2}}}{\rm{O}}_{\rm{7}}^{{\rm{4 - }}}$后, 537 nm处的荧光发射强度明显增强, 可能是由于${{\rm{P}}_{\rm{2}}}{\rm{O}}_{\rm{7}}^{{\rm{4 - }}}$阴离子导致L-Cd²⁺解离后配体L进入溶液.我们用荧光滴定法测定了L-Cd²⁺对${{\rm{P}}_{\rm{2}}}{\rm{O}}_{\rm{7}}^{{\rm{4 - }}}$的检测能力.如图 7a所示.当加入9.40 equiv. ${{\rm{P}}_{\rm{2}}}{\rm{O}}_{\rm{7}}^{{\rm{4 - }}}$时, L- Cd²⁺体系的发射强度恢复到接近未加入Cd²⁺时的荧光强度.在此之后, 较高的${{\rm{P}}_{\rm{2}}}{\rm{O}}_{\rm{7}}^{{\rm{4 - }}}$浓度并没有导致荧光强度的进一步增强.荧光滴定法测定配合物L-Cd²⁺与${{\rm{P}}_{\rm{2}}}{\rm{O}}_{\rm{7}}^{{\rm{4 - }}}$的络合常数为: K_a＝1.08×10⁴ L/mol.

  图 6

  

  图 6.  L-Cd²⁺ (3.33×10^－5 mol/L)在DMSO/H₂O (V/V＝1/1, 0.01 mol/L, Hepes-HCl buffer, pH＝7.20)溶液中加入不同阴离子荧光光谱

  Figure 6.  Fluorescence spectra of L-Cd²⁺ (3.33×10^－5 mol/L) upon addition of various anions in DMSO/H₂O solution (V/V＝1/1, 0.01 mol/L, Hepes-HCl buffer, pH＝7.20)

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  图 7

  

  图 7.  在DMSO/H₂O (V/V＝1/1, 0.01 mol/L, Hepes-HCl缓冲液, pH＝7.20)溶液中(a) L-Cd²⁺(3.33×10^－5 mol/L)复合物在添加不同浓度${{\rm{P}}_{\rm{2}}}{\rm{O}}_{\rm{7}}^{{\rm{4 - }}}$ (0~9.40 equiv.)的荧光光谱和(b) L-Cd²⁺络合物(3.33×10^－5 mol/L)对于${{\rm{P}}_{\rm{2}}}{\rm{O}}_{\rm{7}}^{{\rm{4 - }}}$的检出限(LOD)(计算为8.56×10^－7 mol/L)

  Figure 7.  (a) Fluorescence spectra of L-Cd²⁺(3.33×10^－5 mol/L) complex with increasing concentration ${{\rm{P}}_{\rm{2}}}{\rm{O}}_{\rm{7}}^{{\rm{4 - }}}$ (0~9.40 equiv.) and (b) The limit of detection (LOD) of L-Cd²⁺ complex (3.33×10^－5 mol/L) for ${{\rm{P}}_{\rm{2}}}{\rm{O}}_{\rm{7}}^{{\rm{4 - }}}$ (calculated as 8.56×10⁻⁷ mol/L) in DMSO/H₂O (V/V＝1:1, 0.01 mol/L Hepes buffer, pH＝7.2)

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  为了进一步探究L-Cd²⁺体系作为P₂O₇^4－阴离子选择性传感器的实际应用性能, 在5.0 equiv.其他阴离子存在下进行了干扰实验.结果表明:所有测试的阴离子都没有干扰${{\rm{P}}_{\rm{2}}}{\rm{O}}_{\rm{7}}^{{\rm{4 - }}}$的荧光检测.紫外-可见光谱恢复和荧光光谱恢复(图 7a)的结果表明, 配合物L-Cd²⁺中Cd²⁺离子能够被${{\rm{P}}_{\rm{2}}}{\rm{O}}_{\rm{7}}^{{\rm{4 - }}}$从其配合物中夺取出来.我们进一步通过可逆性试验验证了这一推断.通过交替添加Cd²⁺和${{\rm{P}}_{\rm{2}}}{\rm{O}}_{\rm{7}}^{{\rm{4 - }}}$到测试溶液中, C_L＝3.33×10^－5 mol/L, C_Cd²⁺＝4.50×10^－5 mol/L, C_PPi＝3.33×10^－5 mol/L, 荧光光谱出现猝灭-增强交替循环的现象^{[16, 17]}.

  考虑到L对Cd²⁺和${{\rm{P}}_{\rm{2}}}{\rm{O}}_{\rm{7}}^{{\rm{4 - }}}$连续检测性能, 传感器L可以开发作为一种模拟INHIBIT逻辑门^[18], 使用Cd²⁺离子和${{\rm{P}}_{\rm{2}}}{\rm{O}}_{\rm{7}}^{{\rm{4 - }}}$作为两个逻辑输入命令, 传感器L显示荧光发射('1'状态turn-ON)或荧光猝灭('0'状态turn-OFF).同时存在Cd²⁺离子和${{\rm{P}}_{\rm{2}}}{\rm{O}}_{\rm{7}}^{{\rm{4 - }}}$作为输入命令时L表现出强荧光发射('1'状态), 仅存在Cd²⁺作为输入命令时, L表现出荧光猝灭('0'状态), 图 8给出了INHIBIT功能的相应表格和逻辑电路图.

  图 8

  

  图 8.  传感器L的络合模式以及模拟INHIBIT功能的相应表格和逻辑电路图

  Figure 8.  Complex mode of sensor L and the corresponding table and logic diagrams that simulate the INHIBIT function

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  为了更深入地理解传感器L结合Cd²⁺离子的螯合机制, 以B3LYP/6-31+G (d, p)作为基组函数, 通过Gaussian 09程序进行密度泛函理论(DFT)计算^[19].通过优化后的结构, 发现Cd²⁺离子与L分子上N、O原子及羟基O原子的距离分别为2.33、2.51、2.25和2.20 ,表明L在结合Cd²⁺时其本身的刚性结构发生一定程度的扭曲, 同时噁唑环翻转180°形成一个闭合空腔恰好可以提供一个适当的螯合中心来络合Cd²⁺.计算结果也表明从最低未占分子轨道(LUMO)到最高占据分子轨道(HOMO)转变时电子密度分布发生明显变化(图 9).在自由受体状态下, L的HUMO轨道π电子主要分布在喹啉和噁唑环上, 当分子受到激发光照射时, HOMO轨道向LUMO轨道跃迁, 此时π电子向吡啶环流动, 在与Cd²⁺络合后L-Cd²⁺的HOMO轨道π电子主要分布在苯基噁唑环上, LUMO轨道π电子分布在喹啉及吡啶环上.由此表明, 从HOMO轨道向LUMO轨道跃迁时分子内的π电子分布发生一定程度变化, 进而导致了荧光光谱的变化, 对比其能隙的差异我们发现L-Cd²⁺的能隙值(ΔE＝1.76 eV)相比L的能隙值(ΔE＝3.59 eV), 降低了1.83 eV, 这说明Cd²⁺配位后轨道间相互作用使得配体整个分子体系的能量降低.

  图 9

  

  图 9.  传感器L或L-Cd²⁺的HOMO和LUMO轨道π电子密度电子分布以及能隙ΔE (E_HOMO－E_LUMO)通过B3LYP/6-31G *基组计算

  Figure 9.  HOMO, LUMO Electron distribution and band gap energies ΔE (E_HOMO－E_LUMO) orbitals for sensor L or L-Cd²⁺and calculated through the B3LYP/6-31G* set

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  最后, 为了进一步拓展传感器L在生物系统中的应用, 进行了PC-12细胞成像实验.首先用MTT法检测L对活PC-12细胞的细胞毒性^[20].结果表明, 在L存在的情况下, 当浓度为4.0×10^－5 mol/L时, 培养2 h后PC-12细胞存活率为80%.如图 10b所示, 用L处理PC-12细胞, 在显微镜下可以观察到明亮的绿色荧光.然而, 加入Cd²⁺的细胞失去了它们的荧光, 这表明Cd²⁺离子可以进入细胞以淬灭细胞中L的荧光(图 10e).此外, 用L处理过的PC-12细胞在含Cd²⁺的培养基中加入${{\rm{P}}_{\rm{2}}}{\rm{O}}_{\rm{7}}^{{\rm{4 - }}}$后孵育30 min又观察到了绿色荧光(图 10h), 表明${{\rm{P}}_{\rm{2}}}{\rm{O}}_{\rm{7}}^{{\rm{4 - }}}$也可以进入PC-12细胞.从明场视野中, 观察到细胞的形态是完整的(图 10a, 10d和10g), 这表明传感器L可用于检测活细胞中的Cd²⁺离子和${{\rm{P}}_{\rm{2}}}{\rm{O}}_{\rm{7}}^{{\rm{4 - }}}$.

  图 10

  

  图 10.  传感器L在PC-12活细胞中的荧光成像

  Figure 10.  Live cell fluorescence imaging of sensor L in living PC-12 cells

  (a) Bright-field image of living PC-12 cells incubation with L (1.0×10^－5 mol/L) for 30 min, (b) fluorescence images of a, (d) bright-field image with L (1.0×10^－5 mol/L) and Cd²⁺ (1.0×10^－5 mol/L) ion for 30 min, (e) fluorescence images of d, (g) bright-field image of L (1.0×10^－5 mol/L) for 30 min again incubated with Cd²⁺ (1.0×10^－5 mol/L) and ${{\rm{P}}_{\rm{2}}}{\rm{O}}_{\rm{7}}^{{\rm{4 - }}}$ (1.0×10^－5 mol/L), (h) fluorescence images of g, (c), (f), (i) are overlay of its corresponding image, respectively

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  2.   结论

  成功地合成了化合物L, 并通过FT-IR、¹H NMR、¹³C NMR和ESI-MS进行了表征.紫外-可见光谱和荧光光谱证明这是一种能够快速、准确检测水溶液中痕量Cd²⁺的新方法.在L中加入Cd²⁺时, 其荧光强度显著降低, 且颜色从蓝色到无色快速变化.在L-Cd²⁺的体系中加入${{\rm{P}}_{\rm{2}}}{\rm{O}}_{\rm{7}}^{{\rm{4 - }}}$可以观察到荧光恢复.由此, 我们设计了一种模拟INHIBIT逻辑门的荧光化学传感器.传感器L对Cd²⁺的选择性识别是通过PET机制实现的.对传感器L的HOMO和LUMO轨道也进行了分析研究, 验证了其与Cd²⁺可能的络合机制.细胞成像实验进一步拓展了传感器L在生理环境中对Cd²⁺和${{\rm{P}}_{\rm{2}}}{\rm{O}}_{\rm{7}}^{{\rm{4 - }}}$检测.

  3.   实验部分

  3.1   仪器与试剂

  在Bruker AV光谱仪上记录¹H NMR和¹³C NMR光谱; 用MEL-TEMPII熔点仪测定熔点; IR光谱在Nicolet 670 FT-IR分光光度计上进行; 在Esquire 3000 LC-MS质量仪器上记录ESI质谱; 在Agilent Cary-100UV-Vis分光光度计和F-7000FL荧光分光光度计上记录UV-Vis和荧光光谱; 用20×物镜的倒置荧光显微镜进行细胞成像; 用FE28 pH计和LE438 pH电极进行pH测量.化合物a, b和c通过文献报道的方法合成^[21].所有试剂和化学药品均购自商业供应商, 无需进一步纯化即可使用.

  3.2   实验方法

  3.2.1   化合物L的合成

  在50 mL圆底烧瓶中加入2-氨基吡啶(0.10 g, 1.00 mmol), 用20 mL甲醇使其完全溶解, 然后加入化合物c (0.35 g, 1.00 mmol), 反应混合物在45 ℃下搅拌6 h后析出白色沉淀.抽滤, 并通过甲醇反复洗涤, 真空干燥得到化合物L 0.27g, 产率63%. m.p. 186.2~188.5 ℃; ¹H NMR (DMSO-d₆) δ: 10.87 (s, 1H), 10.12 (s, 1H), 8.55 (d, J＝12 Hz, 1H), 8.50 (s, 1H), 8.02 (d, J＝12 Hz, 1H), 7.88 (dd, J＝16, 4 Hz, 2H), 7.77~7.67 (m, 3H), 7.59 (d, J＝8 Hz, 1H), 7.45 (t, J＝10 Hz, 2H), 7.05 (dd, J＝18, 6 Hz, 2H), 6.77~6.68 (m, 1H), 5.45 (s, 2H); ¹³C NMR (DMSO-d₆) δ: 161.17, 156.72, 156.70, 154.82, 151.62, 149.59, 147.94, 139.80, 138.55, 138.39, 138.22, 137.50, 136.23, 133.29, 131.44, 130.37, 127.02, 123.55, 120.73, 120.35, 118.02, 117.45, 111.84, 111.35; IR (KBr) ν: 2760, 1710, 1845, 1254 cm^－1; HRMS calcd for C₂₅H₁₉N₄O₃ [M+H]⁺ 423.14517, found 423.14529.

  3.2.2   荧光光谱的测定

  在水溶液中制备Ba²⁺, Al³⁺, Co²⁺, Cr³⁺, Mn²⁺, Fe³⁺, Ni²⁺, Cu²⁺, Zn²⁺, Ag⁺, Cd²⁺, Hg²⁺, Pb²⁺的硝酸盐储备液(0.1 mol/L). K⁺, Ca²⁺, Na⁺和Mg²⁺的储备液是将金属盐CaC1₂•6H₂O, KC1•6H₂O, NaC1•6H₂O, MgCl₂•6H₂O分别在10 mL容量瓶中配制成浓度为0.1 mol/L的水溶液.化合物L溶解在DMSO中配制成0.01 mol/L的溶液.在光谱测量之前, 将高浓度储备溶液稀释至3.33×10^－5 mol/L (DMSO/H₂O, Hepes buffer, pH＝7.2, V/V＝1/1).每次取3 mL的L溶液放在长度为1 cm的比色皿中, 用微型注射器将不同的金属离子(10 μL)加入到比色皿.然后在室温下记录UV-Vis和荧光光谱.激发波长为320 nm, 狭缝宽度均为5.0/5.0 nm.

  3.2.3   理论计算

  使用Gaussian-09程序对传感器L及其复合物进行了理论计算^[22].通过执行谐振频率分析(未发现虚频)确认DFT优化结构在势能面(PES)上是最小值, 并且在几何优化期间仅使用默认收敛条件.

  3.2.4   细胞成像测试

  PC-12细胞保存在包含10 wt%胎牛血清、100 U/mL青霉素和100 μg/mL链霉素的Dulbecco Modified Eagle Medium (DMEM)培养基中, 细胞在37 ℃下含体积分数为5% CO₂的加湿大气中生长^[23].细胞接种在一个12孔板上每100 µL培养15000个细胞, 然后在37 ℃孵育16 h.实验前, 细胞与主体L在0.1 mol/L无菌PBS缓冲液中共同孵育30 min.培养后, 用PBS缓冲液清洗细胞用溶于水的Cd(NO₃)₂处理30 min.用PBS缓冲液洗涤细胞3次.通过倒置荧光显微镜将接种到培养皿上的细胞进行荧光成像.

  辅助材料(Supporting Information)   化合物L的¹H NMR, ¹³C NMR, HRMS (ESI)谱, 结构优化, MTT分析, 恢复性实验, 阴离子竞争实验, 紫外光谱, L-Cd²⁺质谱, Cd²⁺非线性拟合曲线和${{\rm{P}}_{\rm{2}}}{\rm{O}}_{\rm{7}}^{{\rm{4 - }}}$非线性拟合曲线.这些材料可以免费从本刊网站(http://sioc-journal.cn/)上下载.

  
  
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  图式 1  化合物L的合成

  Scheme 1  Synthesis of compound L

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  图 1  在DMSO/H₂O (V/V＝1/1, 0.01 mol/L, Hepes-HCl buffer, pH＝7.20)缓冲溶液中加入5.0 equiv.不同金属离子(Na⁺, K⁺, Ag⁺, Zn²⁺, Mg²⁺, Ba²⁺, Ca²⁺, Mn²⁺, Pb²⁺, Hg²⁺, Ni²⁺, Cd²⁺, Co²⁺, Cu²⁺, Cr³⁺, Fe³⁺和Al³⁺)后传感器L的荧光发射峰(λ_ex＝320 nm)

  Figure 1  Fluorescent intensity (λ_ex＝320 nm) of sensor L upon the addition of 5 equiv. different metal ions Na⁺, K⁺, Ag⁺, Zn²⁺, Mg²⁺, Ba²⁺, Ca²⁺, Mn²⁺, Pb²⁺, Hg²⁺, Ni²⁺, Cd²⁺, Co²⁺, Cu²⁺, Cr³⁺, Fe³⁺ and Al³⁺ in DMSO/H₂O solution (V/V＝1/1, 0.01 mol/L, Hepes-HCl buffer, pH＝7.20)

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  图 2  (a) 在传感器L (3.33×10^－5 mol/L)的DMSO/H₂O (V/V＝1/1, 0.01 mol/L, Hepes-HCl缓冲液, pH＝7.20)溶液中加入不同浓度的Cd²⁺ (0~1.35 equiv.)的荧光光谱和(b)传感器L荧光强度与Cd²⁺浓度的线性关系图

  Figure 2  (a) Fluorescent spectra of sensor L (3.33×10^－5 mol/L) with the addition of various concentration of Cd²⁺ (0~1.35 equiv.) in DMSO/H₂O solution (V/V＝1/1, 0.01 mol/L, Hepes-HCl buffer, pH＝7.20) and (b) linear relationship of fluorescence intensity of sensor L as a function of Cd²⁺

  Inset: Visual color changes observed in solution of L (left) and L-Cd²⁺ (right) after addition of 3.0 equiv. of Cd²⁺ ion

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  图 3  (a) 在DMSO/H₂O (V/V＝1/1, 0.01 mol/L, Hepes-HCl buffer, pH＝7.20)溶液中传感器L对于Cd²⁺的Job's曲线和(b)溶液pH对传感器L检测能力的影响

  Figure 3  Job's plot for the sensor L with Cd²⁺in DMSO/ H₂O solution (V/V＝1/1, 0.01 mol/L, Hepes-HCl buffer, pH＝7.20), and (b) pH's impact of recognition ability of sensor L

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  图 4  不同金属离子的双离子混合溶液对传感器L的干扰

  Figure 4  Interference of other metal ions in a binary mixture solution of sensor L

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  图 5  加入1.0 equiv. Cd(NO₃)₂后传感器L的氢谱(DMSO-d₆)

  Figure 5  ¹H NMR spectra of sensor L with Cd(NO₃)₂ in DMSO-d₆

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  图 6  L-Cd²⁺ (3.33×10^－5 mol/L)在DMSO/H₂O (V/V＝1/1, 0.01 mol/L, Hepes-HCl buffer, pH＝7.20)溶液中加入不同阴离子荧光光谱

  Figure 6  Fluorescence spectra of L-Cd²⁺ (3.33×10^－5 mol/L) upon addition of various anions in DMSO/H₂O solution (V/V＝1/1, 0.01 mol/L, Hepes-HCl buffer, pH＝7.20)

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  图 7  在DMSO/H₂O (V/V＝1/1, 0.01 mol/L, Hepes-HCl缓冲液, pH＝7.20)溶液中(a) L-Cd²⁺(3.33×10^－5 mol/L)复合物在添加不同浓度${{\rm{P}}_{\rm{2}}}{\rm{O}}_{\rm{7}}^{{\rm{4 - }}}$ (0~9.40 equiv.)的荧光光谱和(b) L-Cd²⁺络合物(3.33×10^－5 mol/L)对于${{\rm{P}}_{\rm{2}}}{\rm{O}}_{\rm{7}}^{{\rm{4 - }}}$的检出限(LOD)(计算为8.56×10^－7 mol/L)

  Figure 7  (a) Fluorescence spectra of L-Cd²⁺(3.33×10^－5 mol/L) complex with increasing concentration ${{\rm{P}}_{\rm{2}}}{\rm{O}}_{\rm{7}}^{{\rm{4 - }}}$ (0~9.40 equiv.) and (b) The limit of detection (LOD) of L-Cd²⁺ complex (3.33×10^－5 mol/L) for ${{\rm{P}}_{\rm{2}}}{\rm{O}}_{\rm{7}}^{{\rm{4 - }}}$ (calculated as 8.56×10⁻⁷ mol/L) in DMSO/H₂O (V/V＝1:1, 0.01 mol/L Hepes buffer, pH＝7.2)

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  图 8  传感器L的络合模式以及模拟INHIBIT功能的相应表格和逻辑电路图

  Figure 8  Complex mode of sensor L and the corresponding table and logic diagrams that simulate the INHIBIT function

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  图 9  传感器L或L-Cd²⁺的HOMO和LUMO轨道π电子密度电子分布以及能隙ΔE (E_HOMO－E_LUMO)通过B3LYP/6-31G *基组计算

  Figure 9  HOMO, LUMO Electron distribution and band gap energies ΔE (E_HOMO－E_LUMO) orbitals for sensor L or L-Cd²⁺and calculated through the B3LYP/6-31G* set

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  图 10  传感器L在PC-12活细胞中的荧光成像

  Figure 10  Live cell fluorescence imaging of sensor L in living PC-12 cells

  (a) Bright-field image of living PC-12 cells incubation with L (1.0×10^－5 mol/L) for 30 min, (b) fluorescence images of a, (d) bright-field image with L (1.0×10^－5 mol/L) and Cd²⁺ (1.0×10^－5 mol/L) ion for 30 min, (e) fluorescence images of d, (g) bright-field image of L (1.0×10^－5 mol/L) for 30 min again incubated with Cd²⁺ (1.0×10^－5 mol/L) and ${{\rm{P}}_{\rm{2}}}{\rm{O}}_{\rm{7}}^{{\rm{4 - }}}$ (1.0×10^－5 mol/L), (h) fluorescence images of g, (c), (f), (i) are overlay of its corresponding image, respectively

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