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凝聚体及其在人造细胞领域中的应用

闫琳 ,  任永硕 ,  王雪靖 ,  穆韡 ,  韩晓军

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引用本文: 闫琳, 任永硕, 王雪靖, 穆韡, 韩晓军. 凝聚体及其在人造细胞领域中的应用[J]. 化学学报, 2020, 78(11): 1150-1163. doi: 10.6023/A20060253 shu
Citation:  Yan Lin, Ren Yongshuo, Wang Xuejing, Mu Wei, Han Xiaojun. Coacervate and Its Application in the Field of Artificial Cells[J]. Acta Chimica Sinica, 2020, 78(11): 1150-1163. doi: 10.6023/A20060253 shu

凝聚体及其在人造细胞领域中的应用

  • 哈尔滨工业大学 城市水资源与水环境国家重点实验室 化工与化学学院 哈尔滨 150001

    • 作者简介: 闫琳, 硕士研究生, 2018年毕业于济南大学, 获理学学士学位.2018年起于哈尔滨工业大学化工与化学学院攻读硕士学位.目前主要研究方向为凝聚体及其在人造细胞领域的应用;
    任永硕, 博士研究生.2019年毕业于哈尔滨工业大学, 获工学学士学位.2019年起于哈尔滨工业大学攻读博士学位.目前主要研究方向为人造细胞的磁控阵列的构建及基于磷脂合成的可持续生长分裂的人造细胞体系的研究;
    王雪靖, 博士后.2019年毕业于哈尔滨工业大学, 获得工学博士学位.研究方向为功能化磷脂囊泡及磷脂囊泡阵列的构建, 以及磷脂囊泡在人造细胞领域的应用;
    穆韡, 讲师, 硕士生导师, 哈尔滨工业大学化工与化学学院生物分子与化学工程系老师.先后主持承担国家自然科学基金项目等项目.迄今发表SCI文章20余篇, 主要研究方向包括人造细胞、污染物监测与降解等;
    韩晓军, 教授, 博士生导师, 英国皇家化学会会士, 哈尔滨工业大学化工与化学学院生物分子与化学工程系主任.主持承担国家自然科学基金等基金项目20多项.迄今在Nat.Commun., Adv.Mater., J.Am.Chem.Soc.等刊物上发表SCI论文160多篇.目前主要研究方向包括人造细胞、药物控释等;
    通讯作者: 穆韡, E-mail: muwei@hit.edu.cn; 韩晓军, E-mail: hanxiaojun@hit.edu.cn
  • 基金项目:

    项目受国家自然科学基金(Nos.21773050，21929401)和黑龙江省杰出青年科学基金(No.JC2018003)资助

摘要: 生命起源问题一直受到科研工作者的广泛关注，合成生物学家致力于构建较为简单且在原始地球条件下合理的隔室体系来模拟原始细胞.凝聚体是聚合物间静电相互作用所产生的的相分离体系，是一种可能的原始细胞结构，广泛应用于人造细胞的构建.同时，目前很多研究发现这种凝聚体在细胞内构成多种亚细胞器结构，因此对于凝聚体作为人造细胞器的研究也开始兴起.作者详细综述了凝聚体的形成机理、特性和分类，并且针对凝聚体作为人造细胞器和人造细胞的研究进行了总结，归纳概括了该领域发展仍需解决的科学问题，并对该领域的发展进行了展望.

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  • 1.   引言

    液液相分离(liquid/liquid phase separation, LLPS)是大分子水溶液中常见的现象, 多种生物大分子[1]或聚合物[2, 3]的混合都能发生这种现象.凝聚体是LLPS体系的一种, 其中依赖聚合物之间静电相互作用形成的复凝聚体得到广泛关注, 最早的复凝聚体系为阿拉伯胶-明胶[4].复凝聚发生在带正电和带负电的聚合物之间, 通过凝聚作用形成凝聚相和连续相, 凝聚相富含这两种聚合物, 连续相主要是水及少量的聚合物.除了这种静电作用形成的复凝聚体之外, 还有一种被称为简单凝聚体的凝聚体, 它们通过简单凝聚过程实现.在简单凝聚过程中, 通过添加盐或去溶剂化物质(诱导剂)导致单一聚合物脱水而形成凝聚体, 例如将Na2SO4溶液或乙醇溶液加入到明胶中可以导致明胶凝聚而形成简单凝聚体.由于生物内的LLPS多为复凝聚现象, 所以本综述只关注复凝聚体的研究进展.

    在细胞生物学的发展过程中, 人们发现细胞内部并不是均匀分布的, 而是包含许多具有不同组成和物理特性的独特区域和隔室[5-7].这些区域包括有膜细胞器[8] (如线粒体、内质网等)和无膜细胞器(如核糖体[9]), 它们在细胞内部起着定位、隔离和创建局部物理微环境的功能[5, 7, 8].越来越多的证据表明, 液液相分离是细胞中无膜细胞器形成的基础[10-13].液液相分离使细胞中存在独特区域和隔室, 如细胞核中的核仁(Nucleolus)[14]、卡哈尔体(Cajal bodies)[15], 以及细胞质中的应激颗粒(Stress granules)[16]和P颗粒(P body)[17]等.无膜细胞器通常富含蛋白质[18, 19]和RNA[20, 21], 它们一般通过复凝聚作用生成液滴状的凝聚体.凝聚体液滴具有内部分子拥挤、介电常数低于周围的水连续相、可富集蛋白质、提高反应速度、隔离有毒分子等特点[1, 22].

    人造细胞是一种简化的细胞模型.利用自下而上的方法构建人造细胞, 用来模仿真实细胞的某些特定功能[23, 24], 有助于深入理解细胞的运行机制.以脂肪酸[25, 26]、磷脂[27-35]和其他两亲性聚合物[36, 37]为基础的人造细胞模型已经在多方面取得了显著的研究成果, 与此同时, 无膜的凝聚体结构也很早就被用于原始生命起源的研究.这种无膜的凝聚体结构是原始细胞的代表, 而原始细胞属于人造细胞的一种. Oparin[38]在生命科学中普及了凝聚作用, 并提出生命起源于凝聚体的观点, 使人们开始关注凝聚体在模拟人造细胞方面的研究意义.有学者[7]认为在原始地球时, 还原性气氛、光照和闪电生成的有机物溶解在原始海洋中, 可能会浓缩形成凝聚体, 因此人们认为凝聚体可能是原始生命最初的形态[39].凝聚本身很容易制备且具有选择渗透性, 可以成为人造细胞的研究模型, 而且凝聚状态本身也可作为细胞内的亚细胞器结构, 模拟细胞内细胞器功能.本综述从静电相互作用的凝聚体出发, 总结归纳了凝聚体的形成机理、特性和分类, 并详细阐述了凝聚体在人造细胞器和人造细胞领域的研究进展.

    2.   凝聚体的特征与分类

    2.1   凝聚体的形成机理与稳定性

    2.1.1   凝聚体的形成机理

    一般来说, 凝聚体是由聚阳离子和聚阴离子之间的静电相互作用发生复凝聚形成的(图 1a), 可以从热力学角度解释凝聚发生的原因. Voorn-Overbeek[40]理论认为凝聚是静电相互作用驱动的自发过程, 并将凝聚解释为带电大分子聚集形成的静电力与使体系分散的熵增之间的竞争. Voorn-Overbeek模型表明, 对聚电解质复合物形成的凝聚体包括两个步骤:第一步是在少量大分子中形成初始水溶性复合物, 该复合物是由熵驱动的, 是复合作用的主要驱动力; 第二步是将初始复合物重新排列为凝聚相, 这是由于复合物中聚合物链之间或溶液中其他自由链与复合物中聚合物链之间发生交换反应所致, 该步骤的驱动力是结构熵的增加, 其远小于第一步的驱动力.此外, 不仅静电相互作用会影响凝聚, 氢键、范德华力和疏水作用也会影响凝聚体的形成, 比如Kim等[41]首次发现两种带正电荷的聚电解质(重组贻贝足蛋白(Rmfp-1)与聚(2-(三甲基氨基)乙基甲基丙烯酸酯(MADQUAT))可以发生配位和凝聚, Rmfp-1是一种富含π键的聚合物, MADQUAT是富含阳离子的聚电解质, 阳离子和π键可通过静电引力、极化等相互作用, 形成阳离子-π键, 它比水溶液中带相反电荷的聚合物之间的静电吸引力更强.

    图 1

    图 1.  凝聚体的形成机理及相图.

    (a)聚阳离子和聚阴离子通过静电相互作用生成凝聚体; (b)浓度、pH、温度和离子强度对凝聚体生成的影响的相图

    Figure 1.  The formation mechanism and phase diagram of coacervates.

    (a) Polycations and polyanions generate coacervates through electrostatic interaction; (b) phase diagram about the effect of concentration, pH, temperature and ionic strength on coacervates formation

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    2.1.2   影响凝聚体稳定性的因素

    凝聚体的形成过程十分复杂, 其稳定性受到多种因素的影响[40, 42-44].影响凝聚的外部条件包括pH、盐离子浓度[45]、盐离子类型[46]和温度(如热敏聚合物[43]).如图 1b所示, pH、温度和离子强度等条件都存在一个临界点, 当条件超过临界点后, 无论怎样改变聚合物的浓度, 都不会有凝聚体生成.而当外部条件处于临界点以下时, 聚合物的浓度成为影响凝聚体生成的内在因素, 过高和过低的浓度都不利于凝聚体的生成.当体系处于两相区时, 如处在K1和K2连线上任意一点, 凝聚作用发生后, 连续相(水相)应该处于K1点状态, 而凝聚体内状态则为K2所示.

    盐溶液浓度对于凝聚体生成有两个方面的影响, 一是盐溶液可以促进构成凝聚体的两种聚电解质的溶解进而促进凝聚体的生成; 二是盐溶液中离子作为聚电解质的抗衡离子, 能够与聚电解质结合, 屏蔽其所带电荷, 使得电荷密度降低, 从而抑制凝聚体的生成.低盐条件下, 前者占主导, 因此随盐溶液的浓度的增加凝聚体生成量增多, 而高盐溶液中, 后者为主要影响因素, 从而盐溶液浓度的增加会对凝聚体的生成起到抑制作用. Schuster等[47]研究了自凝聚蛋白(RGG-RGG)浓度和NaCl浓度的相图, 得到较高浓度的NaCl对复凝聚过程有抑制作用, 并且随着蛋白质浓度的升高临界NaCl浓度越高, 即高浓度的复凝聚原料可以稳定凝聚体(图 2a).温度也是影响凝聚体稳定的一重大因素, Deng等[48]通过调节温度控制凝聚体的可逆生成和解离, 囊泡中的凝聚体随温度降低而分解, 升高温度后凝聚体又重新形成(图 2b, 囊泡与凝聚体都呈绿色荧光, 尺寸较大的圆代表囊泡, 圆中的绿色亮点代表凝聚体).此外, 溶液的pH会影响分子的电荷密度, pH的改变可以使弱聚电解质电荷密度降低到原来的70%~90%[42], 进而影响凝聚体的形态.弱聚阳离子在高pH下电荷密度低, 而在低pH条件下显示出更加高的电荷密度, 而聚阴离子则具有相反的行为. Koga等[49]构建了聚赖氨酸和腺嘌呤核苷三磷酸(ATP)组成的凝聚体体系, 通过向溶液中通入CO2和NH3来调节溶液的pH, 使得凝聚体反复形成. Black等[50]通过降低pH值使聚谷氨酸(PGlu)/聚赖氨酸(Ply)凝聚体分解从而释放内部包裹的物质(图 2c).此外, 其他能改变原料电荷分布的过程如蛋白质的修饰等都可以影响凝聚体的稳定性. Aumiller等[51]发现蛋白质的磷酸化状态可以调节其电荷密度, 从而控制凝聚体液滴形成的过程.他们设计具有可磷酸化丝氨酸的阳离子肽段(序列2xRRASL)作为聚阳离子, 聚尿嘧啶核苷酸(poly U)作为聚阴离子, λ蛋白磷酸酶(LPP)使肽链去磷酸化, 产生带正电荷的肽, 随后可以与poly U形成凝聚体.之后可以通过蛋白激酶A (PKA)来使肽链磷酸化, 降低肽链的正电荷数目, 从而导致凝聚体分解.该工作将凝聚体的可逆生成与细胞内重要生物过程相关联, 提供了一种生物体内调控的思路.

    图 2

    图 2.  离子强度、温度和pH对凝聚体的影响.

    (a) (RGG-RGG)蛋白质浓度和盐溶液浓度对于凝聚体形成影响的相图[47]; (b)脂质体内的凝聚体受温度调控可逆凝聚的原理示意(上)图及对应的荧光显微镜照片(下)[48]; (c)通过降低pH值使得PGlu/Ply凝聚体降解的明场显微镜图[50].

    Figure 2.  The effect of ionic strength, temperature and pH on the coacervates.

    (a) Phase diagram of (RGG-RGG) protein and salt concentration on coacervates formation[47]. Copyright 2018, Springer Nature. (b) Schematic illustration of the reversible assembly and disassembly of coacervates in liposomes with temperature changeing (top) and the corresponding fluorescence images (bottom) [48]. Copyright 2017, Wiley-VCH. (c) Brightfield micrographs of PGlu/Ply coacervates disassembly by lowering pH [50]. Copyright 2014, American Chemical Society.

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    凝聚体的界面张力随聚电解质链长的增加而增加, 随盐溶液浓度的增加而降低, 具有高电荷密度的强聚电解质比弱聚电解质具有更高的界面张力[52], 因此也更易形成球形液滴. Frankel等[53]发现高电荷密度的RNA在聚(烯丙基胺)(PAH)和ATP凝聚体体系中能够取代ATP, 这是由于RNA的电荷密度比ATP高, 更易形成凝聚体液滴.

    2.2   凝聚体的分类

    复凝聚是聚电解质通过静电相互作用发生凝聚的物理过程.根据复凝聚体的凝聚层相数可以将凝聚体分为单相凝聚体和多相凝聚体.目前研究的复凝聚体大多数只能够形成单一的凝聚相(图 3a, 3c), 即单相凝聚体.但是最近几年, 研究者们发现在一些特殊情况下, 形成凝聚体的物质超过两种时, 也可能形成一种凝聚体包裹凝聚体的多相凝聚体结构(图 3b, 3d).

    图 3

    图 3.  单凝聚相与多凝聚相凝聚体.

    (a)单凝聚相凝聚体的结构示意图[73]; (b)二凝聚相凝聚体的结构示意图[73]; (c)聚二烯丙基二甲基氯化铵(PDDA)和ATP两种原料构成的单凝聚相凝聚体; (d) PGlu/PAH/ PDDA三种原料构成的二凝聚相凝聚体, 内部为PGlu/PAH核心, 外部凝聚层为PGlu/PDDA[73]

    Figure 3.  Coacervates with one condensed phase and two coexisting condensed phases.

    (a) Schematic illustration of coacervates with one condensed phase[73]; (b) Schematic illustration of coacervates with two coexisting condensed phases[73]; (c) One condensed phase coacervates composed of PDDA and ATP; (d) Two coexisting condensed phases coacervates composed of poly glutamic acid (PGlu)/PAH inner core surrounded by a PGlu/PDDA shell[73]. Copyright 2020, American Chemical Society. https://pubs.acs.org/doi/abs/10.1021/jacs.9b11468

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    2.2.1   单相凝聚体

    单相凝聚体简单来说就是仅有一层凝聚相的复凝聚体结构.单相凝聚体是最普遍的复凝聚结构, 很多聚电解质之间的组合都能够形成单相凝聚体, 在这里, 为了更加清晰地将已报道的单相凝聚体体系进行介绍, 主要按照形成单相凝聚体的物质种类又对单相凝聚体进行了分类.形成凝聚体的原料众多, 既包括生物大分子如蛋白质、核酸、多糖, 也包括非生物聚电解质(如聚苯乙烯磺酸盐(PSS))和小分子的核苷酸(如ATP).早期的凝聚体都是由高分子量的聚合物组成, 而Koga等[49]首次利用ATP这类小分子物质作为原料合成了凝聚体结构.在这里我们根据形成凝聚体的原料不同, 将凝聚体的种类分为非生物分子凝聚体, 生物分子和非生物分子形成的凝聚体, 生物分子凝聚体与包含小分子的凝聚体这4个体系.此外, 还有部分聚合物同时具有正电荷区域和负电荷区域, 使得其自身能够在一定条件下发生复凝聚作用, 形成一种特殊的自凝聚体.关于上述所提到的5类单相凝聚体体系, 在表 1中给出了相关内容的工作总结.

    表 1

    表 1  凝聚体的分类及应用
    Table 1.  Classification and application of coacervates
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    类型 原料 组分/凝聚相 生成特征和应用 参考文献
    单相凝聚体 非生物分子凝聚体 PAA/PAH 2/1 PAA/PAH凝聚体保护BSA免受极端pH和尿素的变性破坏 [54]
    PDDA/PAA 2/1 在十二烷油相中, 使用二氧化硅纳米粒子稳定凝聚体 [89]
    PAA/PDMAEMA/PAH、PAA/PDMAEMA/PEI 3/1、3/1 三元凝聚体相较于基础的二元凝聚体系统, 具有更好的盐溶液浓度稳定性 [45]
    PDMAEMA/PAA 2/1 通过优化使得凝聚体内部溶菌酶浓度达到细胞质中蛋白质浓度(200 g/L) [55]
    PAA-g-PNIPAM/PDMAPAA-g- PNIPAM 2/1 聚合物含有热响应性聚(N-异丙基丙烯酰胺)(PNIPAM)支链, 室温形成凝聚体, 升温后转变为水凝胶 [90]
    PMETAC/PSPM 2/1 复凝聚层与水相界面的表面张力值通过AFM探针测得为100 μN/m数量级, 且会随着盐浓度的升高而降低 [52]
    生物分子和非生物分子形成的凝聚体 α胰凝乳蛋白酶原/
    PDMAEMA、α胰凝乳蛋白
    酶原/qP4VP、肌红蛋白/
    PDMAEMA、肌红蛋白/ qP4VP、RNase/PDMAEMA、RNase/qP4VP、溶菌酶/ PDMAEMA、溶菌酶/qP4VP    		 均为2/1 琥珀酸酐修饰的蛋白质(α胰凝乳蛋白酶原、肌红蛋白、RNase、溶菌酶), 增大了负电残基比例, 能够与阳离子聚电解质(PDMAEMA和P4VP)形成凝聚体 [56]
    GFP/qP4VP、GFP/PEI 2/1、2/1 设计了离子标签肽段, 位于GFP的C端, 与阳离子聚电解质形成凝聚体, 并且对GFP荧光强度影响较小 [57]
    超电荷GFP/PAA、超电荷GFP/PSS 2/1、2/1 超电荷GFP(正电)与阴离子聚合形成凝聚体, 具有更好的pH和盐浓度稳定性 [58]
    超电荷GFP/qP4VP、超电荷GFP/PEI 2/1、2/1 超电荷GFP(负电)与阳离子聚合形成凝聚体, 具有更好的pH和盐浓度稳定性 [57]
    N-[(芴-9-基甲氧基)羰基]-D-丙氨酸-D丙氨酸(Fmoc-AA)/PDDA 2/1 结构自适应的二肽Fmoc-AA与PDDA形成受pH响应形成含PDDA的二肽水凝胶 [74]
    羧甲基葡聚糖/PDDA 2/1 负电性的叶绿体通过静电相互作用包裹在凝聚体内, 实现光合作用中的光反应电子传递 [91]
    蛋白质(或多肽)与蛋白质(或多肽)凝聚体 BLG/明胶B 2/1 当[明胶B]:[BLG]＜1时, 形成凝聚体, 而[明胶B]:[BLG]＞1时, 逐渐形成凝胶相 [60]
    BSA/明胶B[78] 2/1 [BSA]和[明胶B]的比值决定了常温下的凝聚状态, 并且凝聚体加热到32 ℃以上时会产生不可逆的浑浊凝胶 [61]
    超电荷GFP/超电荷GFP 2/1 正电的超电荷GFP和负电的超电荷GFP形成凝聚体 [92]
    卵清蛋白/溶菌酶 2/1 卵清蛋白和溶菌酶未折叠形成液态凝聚体, 而未折叠的两种蛋白质形成固相 [18]
    超电荷GFP/PLy 2/1 设计了离子标签肽段, 位于GFP的C端, 使GFP所带负电荷增加.这种“超电荷GFP”可与PLy生成凝聚体 [57]
    D, L-PLy/D, L-PGlu 4/1 对于同手性多肽, 带相反电荷的侧链不仅有静电相互作用, 而且会产生氢键作用, 使凝聚体产生固态性质; 但是当存在外消旋多肽时, 凝聚体为液相 [62]
    BSA/PLy/PGlu 3/1 BSA与PLy形成正电中间体, 再与PGlu发生凝聚 [50]
    多糖与蛋白质(或多肽)凝聚体 单克隆抗体/透明质酸、β-乳球蛋白(BLG)/透明质酸 2/1、2/1 同时观察到凝聚与沉淀两种状态的相分离, 凝聚过程需要原料对之间的电荷中和 [93]
    BSA/透明质酸 2/1 pH改变使得凝聚体生成和分解 [94]
    溶菌酶/果胶 2/1 溶菌酶/果胶体系在较大pH值范围内(2.0~7.0)形成, NaCl浓度的增加会使该pH范围变窄, 且原料比例也会影响pH范围 [64]
    卵清蛋白/果胶 2/1 原料比影响凝聚体的形成, 当卵清蛋白:果胶比例增大到10:1时, 复凝聚体解离 [65]
    BLG/果胶 2/1 通过SAXS和SANS得出复杂凝聚层的主要组成部分是紧密的初级粒子.这些初级粒子由重叠/缠绕的果胶链和富含BLG的簇组成 [95]
    明胶/阿拉伯胶 2/1 最早被研究的生物大分子凝聚体系 [63]
    重组贻贝黏附蛋白(fp-151-RGD)/透明质酸 2/1 fp-151-RGD/透明质酸凝聚体有较高的摩擦系数(＞1.2)和较低的界面能(＜1 mJ/m2), 有望成为未来的胶粘剂 [66]
    核酸与蛋白质(或多肽)凝聚体 LAF-1/RNA 2/1 自凝聚的LAF-1加入RNA后, 凝聚体黏度降低 [82]
    超电荷GFP/RNA、超电荷GFP/DNA 2/1 正电超电荷GFP与核酸形成凝聚体 [58, 92]
    玉米蛋白zein/dsDNA 2/1 可以通过调节溶解的疏水性来调节玉米蛋白zein/dsDNA凝聚体的形成 [96]
    tau/RNA 2/1 tua蛋白在体外与RNA形成凝聚体 [67]
    RRASLRRASL/tRNA 2/1 证明凝聚不是RNA序列依赖性的, 很大程度上是由带负电荷的RNA和带正电荷的肽之间的静电吸引驱动的 [51]
    Poly U/精胺 2/1 脂质体内原位合成polyU, 与原本存在的精胺组成凝聚体 [71]
    RNA/寡聚赖氨酸(OLy) 2/1 构建了一种油酸稳定的凝聚体体系 [71]
    ss-oligo/PLy 2/1 改变脂质体电性可以使得脂质体分布在ss-oligo/PLy凝聚体内或凝聚体外形成保护壳, 且内吞的脂质体会赋予凝聚体在电场下新的动态特征 [97]
    RRASLRRASL/聚尿嘧啶 2/1 阳离子肽RRASLRRASL的可逆磷酸化使其与多聚尿苷酸形成凝聚体可逆降解 [51]
    多糖与多糖凝聚体 Q-Am/Cm-Am 2/1 三嵌段共聚物稳定的凝聚体体系 [68, 69]
    包含小分子的凝聚体 PDDA/ATP 2/1 构建了脂肪酸保护的PDDA/ATP凝聚体体系; PDDA/ATP凝聚体包裹蛋白酶K, 吞噬蛋白质体 [70, 71]
    PAH/AMP、PAH/ADP、PAH/ATP 2/1、2/1、2/1 Mg2+和不同链长RNA聚集到凝聚体内, 为RNA世界假说提供基础 [53]
    ATP/PLy 2/1 最早利用ATP等小分子单体物质构建凝聚体 [49]
    自凝聚体 LAF-1 1/1 发现LAF-1的N末端富含精氨酸/甘氨酸的IDP结构域对于相分离和RNA-蛋白相互作用都是必要的 [82]
    不同重复次数的VPGXG序列 1/1和2/2 提出了一种低复杂度序列组成的IDP设计规则, 并可以通过温度控制凝聚体结构 [98]
    ((GHGVY)2-(GHGPY)2-
    GHGLY))    		 1/1 该富含组氨酸的蛋白可能在遇到海水时发生凝聚, 导致鱿鱼嘴部结构的密封性 [83]
    RGG 1/1 光控切割增溶蛋白区域, 余下的RGG区域自凝聚形成凝聚体 [99, 100]
    多相凝聚体 三甲基化聚赖氨酸(PLy(Me)3)/ ssDNA/富含赖氨酸的弹性多肽融合的GFP (GFP-K 72) 3/2 形成两个凝聚相, 内凝聚层为PLy(Me)3/ssDNA, 外凝聚层为GFP-K72/ssDNA [73]
    ATP/PDDA/PAH、ATP/PDDA/PAH/PSPMA、ATP/PDDA/PAH/PSPMA/PAA 3/2、4/2、5/3 多种复凝聚层不相混溶, 临界盐浓度最高的凝聚层通常具有最高的(电荷)密度和最低的水分含量, 大概率出现在多相液滴的核心处 [73]
    PAH/Prot/PAA/Glu100、2xRRASL/Prot/Poly U/Glu100、PLy/聚天冬氨酸(pAsp)/Poly U 4/2、4/2、3/2 聚电解质的添加顺序会影响部分多相凝聚体的形成, 寡肽和寡核苷酸在两相中的分布存在差异 [85]
    PLy/Q-dextran/ss-oligo 3/2 PLy/ss-oligo相为内部凝聚相, 而Q-dextran/ss-oligo相为外部凝聚相, 盐和葡聚糖酶可以水解外部凝聚相, 导致内部凝聚相的混乱运动和融合 [86]
    表中“/”指和的关系, 如PDDA/ATP指PDDA和ATP可以生成凝聚体.

    非生物分子凝聚体形成的主要原料为非蛋白质、核酸和多糖等其他种类的聚电解质.目前, 应用比较多的阳离子聚合物主要有聚甲基丙烯酸N, N-二甲基氨基乙酯(PDMAEMA)、PAH、聚醚酰亚胺(PEI)、聚(2-甲基丙烯酰氧基)乙基三甲基氯化铵(PMETAC)等, 阴离子聚合物有聚丙烯酸(PAA)、PDDA、甲基丙烯酸3-磺酸丙酯钾盐(PSPM)等.已经用该类非生物分子体系实现很多生物功能, 如包裹保护蛋白质[54], 模拟细胞质拥挤效应[55]等.此外, 部分非生物分子也成功与生物分子形成凝聚体. Obermeyer等[56]使用琥珀酸酐修饰蛋白质(α胰凝乳蛋白酶原、肌红蛋白和核糖核酸酶(RNase)和溶菌酶), 增加蛋白质负电残基比例, 能够与阳离子聚电解质(PDMAEMA、聚(4-乙烯基N-甲基吡啶碘化物)(qP4VP))发生凝聚.类似的, 以绿色荧光蛋白(GFP)为主的超电荷蛋白质也能够满足较高的电荷密度, 与非生物的聚电解质形成凝聚体[57, 58].更加复杂的pH响应的凝聚体向水凝胶的转变也可通过结构自适应的二肽Fmoc-AA和PDDA的凝聚实现.

    凝聚现象的研究在生物材料中还是更加广泛的, 主要包括蛋白质(多肽)、多糖和核酸等大分子物质.根据具体原料的种类, 可细分为蛋白质(或多肽)与蛋白质(或多肽)凝聚体、多糖与蛋白质(或多肽)凝聚体、核酸与蛋白质(或多肽)凝聚体和多糖与多糖凝聚体.以蛋白质为基础的复合物质具有多种形态:凝聚体、固态沉淀和单分散的胶束, 这些状态受到蛋白质特性、共聚电解质特性及整体溶液特性(如盐浓度和pH)等方面的影响, 并且具有较高的应用价值[59].蛋白质(或多肽)之间形成的凝聚体的凝聚状态在改变原料比例时, 会形成凝胶结构[60], 同时也存在温度的不可逆性凝胶化作用[61].与此同时, 蛋白质(或多肽)的折叠情况[18]与手性[62]等都可能影响凝聚相的生成.多糖与蛋白质(或多肽)凝聚体系中被最早研究的凝聚组分是明胶/阿拉伯胶[63].随着研究的深入, 很多体系的特征如pH[64]、盐离子浓度[64, 65]等方面的影响已明确.该体系也展现出了在食品封装和胶粘剂等方面的潜在应用价值[65, 66].核酸与蛋白质(或多肽)凝聚体系是对生物体内亚细胞器结构最好的模拟, 研究一般涉及多种生物过程, 如阿尔兹海默症相关蛋白tua与RNA可在体外形成凝聚体[67], 肽链磷酸化对肽链与核酸之间凝聚的影响[51]等.除了蛋白质为基础的凝聚作用研究之外, 其他种类的生物分子凝聚现象较少, 季铵化直链淀粉(Q-Am)/羧甲基化直链淀粉(Cm-Am)也可形成凝聚体, 而且Mason等[68, 69]设计了一个三嵌段共聚物来稳定该凝聚体体系.

    小分子凝聚体体系, 主要指包含ATP、二磷酸腺苷(ADP)、单磷酸腺苷(AMP)等小分子单体的凝聚体体系.小分子体系中ATP等小分子的抗衡离子一般为非生物分子, 如PDDA[70, 71], PAH[72]等, 生物分子则包括Ply[49].此外ATP还参与了一些使用多种凝聚原料的体系, 参与多相凝聚体的形成[73].

    活细胞内发生凝聚的蛋白质大部分都是固有无序蛋白(Intrinsically Disordered Proteins, IDP)[74-77]或含有固有无序区(Intrinsically Disordered Protein Regions, IDR)[78-80]的蛋白.自凝聚体以细胞内的IDP[74-77]或含IDR[78-80]的蛋白为主, IDP或IDR在结构上并不稳定, 因为缺乏二级或三级结构, 其主要成分是无序的氨基酸序列.这些氨基酸序列复杂度较低, 多是一些重复的极性氨基酸[63], 如组氨酸.在某些IDP自凝聚系统中, 添加聚阴离子RNA[81]可以在更大范围的溶液条件下形成液滴, 这表明复凝聚起主导作用.因此, 可以证明IDP或IDR对生物体内凝聚体的形成具有重要的意义.这种自凝聚现象在生物体内也是十分普遍, 如秀丽隐杆线虫胚胎中P颗粒内的LAF-1部分对相分离起重要的作用[82], 鱿鱼嘴中的((GHGVY)2-(GHGPY)2-GHGLY))可能对嘴部密封起到重要作用[83].除了生物体内的IDP和IDR自凝聚的研究, Madinya等[84]使用矩阵转移理论, 研究了电荷序列对于两性聚合物自凝聚的影响.

    2.2.2   多相凝聚体

    Mountain等[85]基于包含两个或三个聚阴离子以及一个、两个或三个聚阳离子的混合物体系研究了多相凝聚体, 发现这种多相凝聚体的生成与聚电解质的添加顺序有关, 且多相凝聚体的内外分布主要是表面张力所决定的, 表面张力较小的相层在外层, 而较大的则分布在内层, 如在PAH, 硫酸鱼精蛋白(Prot), PAA和聚谷氨酸(Glu100)的两相凝聚体体系内, PAH和PAA主要分布在内层, 而Prot和Glu100主要分布在外层, 这是因为γout−Glu100＜γGlu100−PAH≤γout−PAH(out代表外部溶液).此外聚电解质的电荷密度和链的长短也对多相凝聚体的内外层分布具有一定的影响. Lu等[73]发现多凝聚相溶液中不同的凝聚相性质具有区别, 作者利用3-磺酸丙基甲基丙烯酸(PSPMA)/PDDA/PAH形成三组分的两相凝聚体, 发现凝聚相可以富集尼罗红、绿色荧光蛋白(GFP)及罗丹明B, 且两个凝聚相对溶质显示不同强度的吸收分配能力.

    多相凝聚体的动态性质也得到了深入研究. Jing等[86]使用单链寡核苷酸(ss-oligo), 季铵化葡聚糖(Q-dextran)和Ply构建了一种两相凝聚体体系, 发现通过外加盐溶液或葡聚糖酶水解外层凝聚体, 可导致内部隔室的运动和混合.同时他们还在电场下研究了这种多相凝聚体的动态性质, 发现低电场下会产生与单相凝聚体内相同的循环特性[87, 88], 但是循环过程中内部凝聚相的融合会使得循环发生偏斜, 高强度的电场则会直接极化整个液滴, 导致子液滴的释放.这类层状的多相凝聚体结构具有丰富的可调节性, 如每一相中富集的物质浓度存在差异[73, 85], 同时多相凝聚体与细胞结构更加类似, 在构建人造细胞体系方面也具有不可替代的应用前景.因此, 关于多相凝聚体的研究虽然只是刚刚开始, 却是该领域不可忽视的研究方向.

    3.   凝聚体在人造细胞领域的应用

    凝聚体在生物体中作为蛋白质和核酸等物质的聚集体, 能够对基因调控、RNA加工等生命过程进行调节, 在生物体内起着十分重要的作用[22].例如, 凝聚体可以作为细胞对环境变化进行快速反应的结构(对环境中温度、pH和离子强度等条件敏感而快速解离和生成), 凝聚体可以浓缩生物分子从而激活生化反应(对蛋白质等物质的富集)等.体外的凝聚体重构已经能够轻易实现, 并且凝聚体已经用于多种生物系统[101].随着人们自下而上重构细胞研究的深入[102, 103], 凝聚体作为无膜细胞器的代表, 已经被用作细胞器引入人造细胞中, 甚至已经在真实细胞内重新构建并研究其功能.对于凝聚体人造细胞器的研究, 不仅能够为人造细胞提供合适的实验模型, 而且有助于理解生物微环境与凝聚体的关系, 理解部分疾病与无膜细胞器的关系.

    在人造细胞领域, 目前主要使用的模型为以磷脂为基础的脂质体囊泡[104].磷脂是生物膜的主要成分, 是生物膜形成的基础.磷脂膜结构相对于脂肪酸等物质构成的膜结构有较强的稳定性[105].丰富的磷脂种类也为囊泡的表面性质提供了多种可能[106, 107], 同时磷脂膜结构上可以负载丰富的膜蛋白, 以赋予膜丰富的生化功能[108-110].除了这种有膜的磷脂囊泡系统外, 无膜的凝聚体作为一种LLPS体系也是一种人造细胞模型, 相比于脂质体它们则有用更好的动态性, 良好的渗透性, 并且对于部分物质能够自发富集[49, 50], 这为局部快速动态的生化反应提供了良好的微环境[111].同时凝聚体的制备十分简便, 这使得凝聚体人造细胞模型受到了广泛的关注.以脂质体等为人造细胞, 凝聚体为人造细胞器的复合人造细胞系统也成为研究热点.接下来将归纳凝聚体作为人造细胞模型和细胞器模型的研究进展, 总结凝聚体在人造细胞领域的研究进展, 以及面临的挑战.

    3.1   凝聚体作为人造细胞器的应用研究

    细胞器是分散在细胞质内具有特定生化功能的微隔室, 保证细胞生物体内各种生化反应的有序进行.其中多隔室的膜结构可以从结构上很好地模拟细胞器, 如在聚合物囊泡中引入尺寸较小的脂质体、聚合物水凝胶胶囊中包裹囊泡等.但这样的体系较难模拟细胞器的功能, 凝聚体作为生物体内的一类细胞器结构, 在体外易合成, 且能够通过富集蛋白质和核酸等物质赋予凝聚体一定生化功能.因此, 以凝聚体作为人造细胞器模型的研究得到了广泛关注.最近已有研究在脂质体等人造细胞中引入凝聚体[89, 112], 在结构和功能上模拟细胞器.

    目前, 在人造细胞中引入凝聚体作为人造细胞器的主要方法包括微流控和原位合成法[113].微流控技术为人造细胞模型的构建提供了良好的手段[114]. Deng等[48]通过微流控法在单个脂质体内包封了单分散凝聚体液滴(图 4a).他们利用微流控装置制备了水包油包水(W/O/W)双乳液结构, 将聚赖氨酸/ATP构成的凝聚体包封在内层水相中(图 4a1).双乳液中的油相在外层水相中F68的去润湿作用下可以形成油滴, 并最终脱离双乳液液滴, 同时得到包有凝聚体的囊泡结构(图 4a2). Linsenmeier等[115]利用微流控法在液滴内包封了以ATP酶(Dhh1)和RNA为原料形成的凝聚体, 并研究了无膜细胞器的动力学特性.微流控技术有着很高的产率与包封率, 能够高通量地制备含有无膜细胞器的多室人造细胞结构, 但是, 微流控技术需要较复杂的装置, 且操作难度较大.另外也有研究[116]通过凝胶辅助溶胀方法在生成脂质体同时包裹凝聚体.

    图 4

    图 4.  凝聚体作为人造细胞器的应用.

    (a)利用微流控技术制备囊泡包凝聚体的结构: (a1)微流控法示意图, (a2) (i)油滴与囊泡、(ii)凝聚体的荧光显微镜照片, (iii)为(i)和(ii)图的叠加图[48]; (b)利用α-溶血素开孔在囊泡中生成凝聚体的示意图(上)及对应荧光显微镜照片(下)[117]; (c)改变pH在囊泡内可逆形成凝聚体的示意图(上)及对应荧光显微镜照片(下)[116]; (d)蛋白质体中形成凝聚体的示意图(上)和显微镜照片: (i、ii)凝聚体吸附在蛋白质体膜上, (iii、iv)凝聚体游离在蛋白质体中[112]; (e)光驱动的蛋白质凝聚体在酵母细胞内形成[99].

    Figure 4.  Application of coacervates as artificial organelles.

    (a) Coacervates in vesicles prepared by using microfluidic technology: (a1) Schematic illustration of microfluidic technology, (a2) fluorescence image of (i) oil droplets and vesicles, (ii) coacervates, (iii) the overlap of (i) and (ii) [48]. Copyright 2017, Wiley-VCH. (b) Schematic illustration of the formation of coacervates in vesicles by using α-hemolysin pore (top) and time-lapse fluorescence images (bottom) [117]. Copyright 2019, Springer Nature. (c) Schematic showing that changing the pH to form coacervates reversibly in the vesicles (top) and the corresponding fluorescence images (bottom) [116]. Copyright 2020, Wiley-VCH. (d) Schematic of the formation of coacervates in proteinosomes (top) and fluorescence images: (i, ii) coacervates are adsorbed on the proteinosomes membrane, (iii, iv) coacervates are free in the proteinosomes [112]. Copyright 2019, Wiley-VCH. (e) Optically-regulated protein coacervates formed in a single yeast cell [99]. Copyright 2020, American Chemical Society.

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    原位合成法指凝聚体在人造细胞内原位合成的方法.当ATP等小分子物质被发现可用于凝聚体的形成后, Deshpande等[117]使用α-溶血素将脂质体打孔, 溶液中的ATP跨膜进入囊泡并与包封在内部的聚赖氨酸(PLL)结合, 原位形成无膜人造细胞器结构(图 4b).此外, 他们在脂质体内部包封带正电的精氨酸和磷酸化酶(PNPase), 通过打孔并外加二磷酸尿苷(UDP)、单磷酸尿苷(UMP), 在脂质体内生成的poly U可与精胺形成无膜细胞器.通过α-溶血素等通道打孔的方式, 虽然能够原位合成凝聚体, 但是改变了脂质体的通透性.

    凝聚体的稳定性受到多种因素影响, 如pH、离子强度和温度等.因此可以通过调节上述条件, 实现凝聚体在人造细胞内的原位合成. Love等[116]在凝聚体内包裹聚赖氨酸和ATP, 由于聚赖氨酸的等电点为10.5, 因此在pH为11时, 聚赖氨酸带负电, 不能与带负电的ATP形成凝聚体; 而调节pH到9时, 聚赖氨酸带正电, 能与ATP形成凝聚体(图 4c).同时, 在这种凝聚体中富集了酶并加速了底物甲酸、NAD+的生化反应. Booth等[112]在蛋白质体中同时包封葡萄糖氧化酶(GOx)和PDDA, 外加的ATP溶液可扩散进入蛋白质体中, 与PDDA结合在膜内表面形成凝聚体, 当向其中加入NaCl提高了溶液的离子强度后, 膜上的凝聚体形成液滴分散在蛋白质体中(图 4d).此外, 通过调节温度实现了脂质体内部凝聚体的可逆形成[48].通过改变环境条件生成凝聚体人造细胞器的过程, 展示了人造细胞对外界环境刺激作出的响应, 具有十分重要的研究意义.

    在真实细胞内构建凝聚体人造细胞器也具有十分重要的生理意义, 因此受到了广泛关注. Shin等[118]在细胞内表达光响应蛋白Cry2连接的IDR序列, 光刺激可使Cry2解聚, 从而导致IDR序列自发凝聚, 并且研究了凝聚体在细胞内的老化. Reed等[99]研究了激光调节的IDR序列自凝聚在人造液滴内和酵母细胞中的行为, 他们将麦芽糖结合蛋白序列、光解蛋白序列及两段RGG序列重组在一起形成融合蛋白, 再将其分别导入油包水液滴和真实细胞中, 在405 nm的激光照射下, 光解蛋白序列可发生断裂, 剩余的RGG蛋白序列可发生自凝聚形成凝聚体(图 4e).

    凝聚体作为细胞器可以实现一系列的生化反应, 可以利用微流控法与原位合成法在人造细胞体系内重构出凝聚体, 并且在光刺激下真实细胞中的凝聚体细胞器的研究也已经实现.但是凝聚体作为细胞器的制备以及应用还有很大的探索空间, 如包含两种原料的脂质体间通过膜融合形成凝聚体的应用以及基因调控等生物功能还有待实现.

    3.2   凝聚体作为人造细胞的应用研究

    人造细胞作为研究生命起源与细胞运行机制的重要体系, 相关研究已经取得了突出成果[104, 119].但是目前的人造细胞模型如脂质体、蛋白质体、聚合物囊泡等都很难在早期地球环境下存在, 而凝聚体作为简单的依赖静电相互作用的液液相分离体系, 很可能代表了原始细胞最初的结构.针对目前对于凝聚体人造细胞模型的研究, 我们在这里将其分为个体功能与群体行为两个方面进行总结和论述.

    3.2.1   凝聚体人造细胞的个体功能

    在原始细胞[120-124]研究中, 原始地球环境下凝聚体螯合RNA[125]并实现化学性能[126]对于原始细胞学说具有一定的推动作用. RNA与聚阳离子通过静电相互作用形成凝聚体, 这种相互作用往往会破坏RNA的天然结构, 导致RNA的生理功能不能正常表现.凝聚体中螯合RNA被认为是基于原始地球条件形成的微区室[49].早期研究并没有关注它的化学活性, 而Drobot等[127]创造性地证明了RNA酶在凝聚体中具有催化活性, 在凝聚体中其活性增大60倍.他们提取了烟草环斑病毒中一种小的锤头状核酶(RNA, 图 5a1), 将凝聚体置于含有核酶的裂解缓冲液中, 裂解产物羧基荧光素(FAM)在0 min和900 min的荧光强度变化(图 5a2)证明凝聚体中发生了RNA对底物催化的反应.该结果说明凝聚体作为原始细胞模型是合理的, 该成果对RNA世界假说具有一定的推动作用.他们发现凝聚体能选择性地保留较长的RNA, 这可能是由于较长的RNA有较高的电荷密度, 电荷密度越高则越更易形成凝聚相[53]. Poudyal等[128]再一次证明凝聚体可以增强多种RNA的化学活性, 他们在凝聚体中实现了RNA聚合酶催化RNA的转录, 以及两种核酶、一种脱氧核酶的催化, 他们发现在较低Mg2+浓度下, RNA聚合酶仍能行使催化功能, 完成转录. RNA酶的催化作用在一定程度上证明了凝聚体作为人造原始细胞结构的合理性, 为后续研究奠定了基础.

    图 5

    图 5.  凝聚体人造细胞的个体功能.

    (a)核酶对底物的催化裂解反应: (a1)锤头状核酶的碱基序列, (a2)凝聚层的宽视野光学显微镜图像(左).在t＝0 min(中)和t＝900 min(右)的荧光显微镜图像显示了FAM荧光的增加(参见插图)[127]; (b)显示凝聚物的光学显微镜图像, 并且在收集室中储存1 h(左)和16 h(右)后的记录.插图显示了单个凝聚层中mCherry表达的相应荧光图像[121]; (c)示意图显示了含有叶绿体的具有光合作用的无膜凝聚物的制备(上), 共聚焦荧光显微镜图像显示了与完整叶绿体分散体混合后的凝聚体(下)[91]; (d)共聚物在凝聚体表面组装成膜的示意图(左图)和荧光显微镜照片(右图):插图为三嵌段共聚物的结构式[68, 69]; (e)磷脂囊泡在凝聚体表面组装或磷脂囊泡破坏凝聚体结构的示意图(上)和显微镜照片: (i)囊泡破坏凝聚体, (ii)囊泡在凝聚体表面自组装成膜[130].

    Figure 5.  Individual functions of coacervates artificial cells.

    (a) Catalytic cleavage of ribozymes on substrates: (a1) the sequence of hammerhead ribozyme, (a2) Wide-field optical microscopy images of coacervates (left). Fluorescence microscopy images at t＝0 min (middle) and t＝900 min (right) show an increase in FAM fluorescence (see inset) [127]. Copyright 2018, Springer Nature. (b) Optical microscopy images showing coacervates and recorded 1 h (left) and 16 h (right) after storage in the collection chamber. Insets shows corresponding fluorescence images of mCherry expression in single coacervate[121]. Copyright 2015, Royal Society of Chemistry. (c) Scheme showing the preparation of photosynthetically active membrane-free coacervates containing chloroplasts (top), Confocal fluorescence microscopy images showing coacervates after mixing with a dispersion of intact chloroplasts (bottom) [91]. Copyright 2018, Royal Society of Chemistry. (d) Schematic illustration of copolymer assembly on the surface of the coacervates to form a film (left) and fluorescence images (right): the inset is the schematic of a bespoke terpolymer[68, 69]. Copyright 2017, American Chemical Society. https://pubs.acs.org/doi/full/10.1021/jacs.7b10846. Copyright 2019, American Chemical Society. https://pubs.acs.org/doi/10.1021/acscentsci.9b00345. (e) Schematic illustration of the assembly of phospholipid vesicles on the surface of the coacervates or phospholipid vesicles destroy the coacervates (top) and fluorescence images: (i) the vesicles destroy the coacervates, (ii) the vesicles form a membrane on the surface of the coacervates [130]. Copyright 2019, American Chemical Society.

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    细胞内遗传物质的表达是一类重要的生命过程, Poudyal等[128]在凝聚体内实现了转录过程, 完成了基因表达的第一步. Tang等[121]通过无细胞基因表达系统在羧甲基葡聚糖/聚赖氨酸凝聚体液滴内生成了荧光蛋白(mCherry)(图 5b), 为细胞遗传信息的表达提供了研究基础.

    凝聚体还可将某些生物成分[129]吸收到隔室之中, 构建具有仿生功能的人造细胞. Kumar等[91]通过机械搅拌将带负电的植物叶绿体螯合进入正电的PDDA/羧甲基葡聚糖凝聚体中(图 5c), 并引入2, 6-二氯苯酚吲哚酚(DPIP), 成功验证了光反应的活性.

    虽然凝聚体对物质的富集作用使其在人造细胞研究方面的应用不断增加, 但是由于其固有的无膜特性, 凝聚体的不稳定性成为限制它的重要因素, 施加一定的外壳[68, 69, 131, 132]保护成为解决该问题的主要手段. Mason等[68, 69]构建了一个三元嵌段共聚物(聚乙二醇、聚己内酯/聚三亚甲基碳酸酯和聚谷氨酸, PEG-PCLgTMC- PGlu), 阴离子共聚物能够与凝聚体(Q-Am和Cm-Am)发生静电相互作用, 在凝聚体表面自组装形成一层半透性的薄膜, 该膜能够防止凝聚体聚集并能维持凝聚体的球形状态(图 5d).共聚物膜结构在一定程度上能抵抗溶液离子强度, pH等物理因素的影响.另外Cakmak等[130]利用Pickering乳液模型, 凝聚体由物质的量比为1:1的PDADMAC/PAA形成.通过调节磷脂的比例控制脂质体的电性, 当脂质体磷脂组成为磷脂酰乙醇胺(PE)/磷脂酰胆碱(PC)/磷脂酰丝氨酸(PS)＝1:2:1时, 可以在凝聚体外表面发生自组装形成膜结构(图 5e ii), 而当脂质体组成为PC/PS＝1:1时(图 5e i)由于磷脂电性的改变, 从而破坏凝聚体.

    以凝聚体为基础的人造细胞模型可以提高多种RNA酶的催化活性、构建仿生细胞以及实现基因转录和翻译等生物反应, 已经能够从结构和功能上模拟人造细胞.同时, 对于无膜结构所带来的不稳定性, 目前也可通过界面自组装生成膜壳结构改善.这些研究对于原始细胞学说具有一定的推动作用.

    3.2.2   凝聚体人造细胞的群体行为

    生物体是由多种多样的细胞组成的一个高度协调有序的组织.通过研究具有群体行为[97, 133-135]的细胞群体能够揭示生命系统维系复杂秩序的奥秘, 因此研究具有群体行为的凝聚体也具有重要意义.比如细胞群之间信号分子的传递、吞噬细胞的吞噬功能以及形成组织结构等.

    生物系统时刻处于动态的过程中, 非稳定状态是其中重要的状态. Yin等[87, 88]通过均匀电场刺激凝聚体液滴, 导致液滴的不稳定性.在电场强度10~20 V•cm-1时, 液滴能够保持稳定; 但当电场强度提高到30~40 V•cm-1时, 液滴内部随机出现小的隔室; 当电场强度提高到50 V•cm-1以上时, 形成的小隔室开始生长并持续存在; 再增加到70 V•cm-1时, 结构和形态的波动非常强烈, 并有液滴喷出现象出现(图 6a).该研究为动态人造细胞群体的研究提供了启示.

    图 6

    图 6.  凝聚体的群体行为.

    (a)凝聚体人造细胞在不同强度电场作用下的显微镜图像[87]; (b)声场下凝聚体阵列(左)及酶分子在阵列中的传递(右)的显微镜照片[137]; (c)合成宿主-客体人造细胞的协同和拮抗行为的示意图[140].

    Figure 6.  Collective behaviors of coacervates.

    (a) Microscope images of coacervate-based artificial cells under different electric fields[87]. Copyright 2016, Springer Nature. (b) Acoustic patterning of coacervates micro-droplet arrays (left) and the fluorescence microscopy image of transferring of enzyme molecules in the array (right) [137]. Copyright 2018, Springer Nature. (c) Schematic showing synergistic and antagonistic behaviour in synthetic host-guest artificial cells[140]. Copyright 2016, Springer Nature.

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    信号传递[136]是细胞内重要的生物过程之一, 而阵列结构可以作为研究信号传递过程中的重要手段.目前, 在以凝聚体为基础的阵列的构建中, 比较突出的工作为声场阵列[137-139]. Tian等[137]实现了凝聚体人造细胞在声场中自发组装成周期性二维阵列的排布, 阵列中凝聚体液滴大小均一且间距可控.该阵列在有反应物扩散梯度时显示出随时间和空间变化的传递现象(图 6b), 说明距离会影响群体信息传输.另外作者制备了三种含有不同荧光标记酶的阵列, 加入酶的底物使其扩散, 三种底物由于具有不同的扩散速率使得酶反应的应答具有不同效率.

    主客体细胞间的相互作用, 是生物群体之间重要的作用模式. Martin等[140]将脂肪酸凝聚体与蛋白质体构建成多隔室的人造细胞模型, 利用客体分子的拮抗作用使复合结构打乱重组形成蛋白质体包含囊泡的复合结构(图 6c).蛋白质体作为客体细胞内部包裹葡萄糖氧化酶(GOx)被内化到装载有辣根过氧化物酶(HRP)的pH响应型脂肪酸凝聚体中.当溶液中存在葡萄糖时, 蛋白质体会与脂肪酸凝聚体协同作用, 经途径1生成绿色荧光的2, 3-二氨基吩嗪(o-PD).此外蛋白质体会经途径2生成葡萄糖内酯(GDL), 使体系pH降低, 导致凝聚体液滴分解变成囊泡, 被包埋的蛋白质体释放.这种多隔室的可自我重组的宿主-客体分子的复杂人造细胞模型, 为发展具有协同和拮抗相互作用模式的人造细胞群提供了研究基础.吞噬细胞的吞噬行为, 是另外一种重要的细胞间作用模式. Qiao等[70]发现凝聚体会使蛋白质体分解.凝聚体通过静电相互作用攻击蛋白质体, 由于该凝聚体本身富集了蛋白酶K, 可裂解蛋白质体, 使蛋白质体内部负载的葡聚糖或双链DNA等物质被释放然后被凝聚体吸收, 最终蛋白质体完全裂解, 凝聚体逃离.这个过程体现了凝聚体对蛋白质体的一种吞噬和掠夺行为, 提供了互动人工原生细胞群落的模型.此外Qiao等[141]将主客体作用与吞噬行为结合研究了凝聚体与蛋白质体间作用.更进一步, Zhang等[142]研究了凝聚体引发的真实细胞的入侵防御机制.

    此外在人造组织模拟方面, 凝聚体本身容易发生聚集而使体积不断增大, 可以通过界面自组装维持凝聚体的稳定性. Liu等[143]用水凝胶将凝聚体固定, 形成了组织化模块; 并且还在水凝胶模块间实现了DNA酶介导的级联反应, 构建了类似组织结构的人造组织.

    凝聚体作为人造细胞模型, 在细胞群体行为的模拟方面已经取得一定成果, 如信号传递与吞噬作用等, 但相关的研究仍然处于十分初级的阶段, 对于其他同样重要的群体行为比如趋化性等的研究仍未有报道.

    表 2总结了凝聚体作为细胞器、人造细胞以及群体行为的制备方法、应用和未来的发展方向.凝聚体作为人造细胞器和人造细胞在人造细胞领域的研究处于初步探索阶段.目前将凝聚体作为细胞器的制备方法较少, 应用也多是酶催化反应, 仿生功能方面仍然还有较大的空白.凝聚体作为人造细胞的研究目前主要是实现了部分RNA的催化功能, 而更加复杂的生化过程仍然难以实现.同时, 生物体的群体行为更为复杂, 用凝聚体群进行模拟工作还具有很大的探索空间, 比如模拟细菌群落的趋化性.

    表 2

    表 2  凝聚体在人造细胞领域的应用
    Table 2.  Applications of coacervates in the field of artificial cells
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    研究内容 制备方法 已有应用 潜在应用 发展方向
    凝聚体作为细胞器 (1)微流控水油分离得到囊泡包凝聚体结构;
    (2)囊泡中有一种凝聚体原料, 再通过α-溶血素在膜上打孔使另一种小分子原料进入生成凝聚体;
    (3)制备囊泡的同时包进去凝聚体的两种原料.    		 (1)在细胞中合成凝聚体原料进而生成凝聚体;
    (2)在细胞器中实现转录反应、翻译;
    (3)通过温度、pH可逆调整凝聚体的生成与解离, 作为酶反应的开关;
    (4)光刺激真实细胞蛋白发生自凝聚生成凝聚体.    		 行使多种细胞器功能, 如吞噬分解有害物质 (1)开发更多简便可行的制备方法;
    (2)研究的体外生化过程要强调与真实生物体的相关性
    凝聚体作为人造
    细胞    		 人造细胞个体功能 一定浓度和比例下简单混合 (1) RNA(核酶)催化底物裂解;
    (2)遗传物质的转录和翻译;
    (3)凝聚体吸收真实细胞器叶绿体, 构建仿生功能的人造细胞.    		 (1)凝聚体原料的不同对生化反应速率的影响;
    (2)抗盐能力强的凝聚体为需要离子参与的酶催化反应提供稳定的场所    		 生命起源与进化
    人造细胞群体行为 (1)利用微流控通道约束凝聚体;
    (2)利用声场制备凝聚体的阵列;
    (3)将凝聚体与其他人造细胞(如蛋白质体)发生相互作用;
    (4)水凝胶固定.    		 (1)电场作用下的凝聚体群体的非稳态行为;
    (2)凝聚体阵列中溶质的梯度扩散, 实现群落的信号传输;
    (3)凝聚体借助蛋白酶K吞噬蛋白质体并掠夺其货物, 实现人工细胞群落的演化;
    (4)凝聚体与蛋白质体通过生化反应的协同和拮抗作用, 实现细胞的自我重组;
    (5)凝聚体与真实细胞间自我防御机制的模拟;
    (6)利用水凝胶将凝聚体模块化, 实现组织之间的酶级联反应.    		 (1)研究细胞间的通讯;
    (2)实现群落的演化    		 基于群体的更复杂的仿生行为, 比如与细菌群落的协同生长及趋利避害

    4.   总结与展望

    主要依赖静电相互作用所形成的复合凝聚体, 可以对部分物质进行富集而实现该物质在溶液和凝聚体内的差异性分配, 其稳定性受多种环境因素如pH值、温度等调节.这种简单的模型被认为是原始地球环境下最初的细胞结构, 因此受到了广泛关注.

    凝聚体在模拟人造细胞器方面展现出了非常广泛的应用前景.最近在细胞内发现了多种LLPS导致的亚隔室结构, 它们对于细胞内的生化反应具有重要作用.因此将这类结构作为人造细胞器的研究得到了广泛重视.研究者们在人造细胞内可以通过外环境pH、温度等条件的改变在内部形成凝聚体, 同时也赋予了凝聚体作为细胞器的生理功能, 如转录[48]等, 在真实细胞中也通过光刺激的方法实现了凝聚体人造细胞器的形成[99, 100].然而, 细胞内的胞质环境和一般的水溶液有很大的差距, 它是一个高度拥挤的环境[144, 145].在这种拥挤环境下构建的凝聚体细胞器应该能够更好地模拟生理条件下凝聚体的功能.与此同时, 当前基于凝聚体的人造细胞器内部的反应大多都十分简单, 一些更加复杂且具有重要意义的反应应该在凝聚体人造细胞内重构, 如能量供应、代谢等.

    作为原始细胞模型, 凝聚体在人造细胞领域受到广泛重视.目前, 已经在单个凝聚体内提高了RNA酶的催化活性, 用其包裹叶绿体实现了光反应等重要的生化反应.将很多种外壳结构组装到凝聚体表面以克服凝聚体的不稳定性.凝聚体的群体行为研究刚刚兴起.凝聚体内部的反应可以对凝聚体的分裂产生影响[146, 147], 并且可以改变凝聚体的形状[148], 这可以模拟真实细胞的复制过程.以此为基础, 研究凝聚体的生长分裂过程来模拟真实细胞的复制过程, 能够完善凝聚体人造细胞的功能.除了复制之外, 真实细胞中重要的生化反应过程还包括适应性、运动等, 这些功能在凝聚体内的实现也可以完善凝聚体人造细胞的体系.除此之外, 无膜凝聚体的外壳可以赋予凝聚体更加丰富的功能, 对于凝聚体外壳的研究也十分重要.关于以凝聚体为基础的人造细胞群体行为的研究, 除了目前实现的吞噬行为、信号传递外, 还可以研究其群体分化行为[31]、群体的趋化性等方面.

    最新发现的多相凝聚体是一种多层结构, 可以作为内部包含了凝聚体细胞器的凝聚体人造细胞.这种结构与真实细胞状态最为接近, 与其他复合人造细胞体系相比, 该体系还具有很多优势, 如物质在不同凝聚相中的差异性分配, 良好的动态特性等.这些优点使多相凝聚体成为未来凝聚体人造细胞系统的重要研究内容之一.

    总之, 以凝聚体为基础的人造细胞研究已经成为合成生物学中的重要研究方向, 该研究领域仍然存在很多未解决的问题, 充满了挑战和机遇.


    1. [1]

      Nakashima, K. K.; Vibhute, M. A.; Spruijt, E. Front. Mol. Biosci. 2019, 6, 1. doi: 10.3389/fmolb.2019.00001

    2. [2]

      Lau, H. K.; Paul, A.; Sidhu, I.; Li, L.; Sabanayagam, C. R.; Parekh, S. H.; Kiick, K. L. Adv. Sci. 2018, 5, 1701010. doi: 10.1002/advs.201701010

    3. [3]

      Kizilay, E.; Kayitmazer, A. B.; Dubin, P. L. Adv. Colloid Interface Sci. 2011, 167, 24. doi: 10.1016/j.cis.2011.06.006

    4. [4]

      Bungenberg De Jong, H. G. Ned. Tijdschr. Geneeskd. 1952, 96, 1489.

    5. [5]

      Kerfeld, C. A.; Heinhorst, S.; Cannon, G. C. Annu. Rev. Microbiol. 2010, 64, 391. doi: 10.1146/annurev.micro.112408.134211

    6. [6]

      Alberti, S. J. Cell Sci. 2017, 130, 2789. doi: 10.1242/jcs.200295

    7. [7]

      Gabaldon, T.; Pittis, A. A. Biochimie 2015, 119, 262. doi: 10.1016/j.biochi.2015.03.021

    8. [8]

      Heald, R.; Cohen-Fix, O. Curr. Opin. Cell Biol. 2014, 26, 79. doi: 10.1016/j.ceb.2013.10.006

    9. [9]

      Sirri, V.; Urcuqui-Inchima, S.; Roussel, P.; Hernandez-Verdun, D. Histochem. Cell Biol. 2008, 129, 13. doi: 10.1007/s00418-007-0359-6

    10. [10]

      Crowe, C. D.; Keating, C. D. Interface Focus 2018, 8, 20180032. doi: 10.1098/rsfs.2018.0032

    11. [11]

      Aumiller, W. M., Jr.; Davis, B. W.; Keating, C. D. Int. Rev. Cell Mol. Biol. 2014, 307, 109. doi: 10.1016/B978-0-12-800046-5.00005-9

    12. [12]

      Shin, Y.; Brangwynne, C. P. Science 2017, 357, eaaf4382. doi: 10.1126/science.aaf4382

    13. [13]

      Banani, S. F.; Lee, H. O.; Hyman, A. A.; Rosen, M. K. Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 2017, 18, 285. doi: 10.1038/nrm.2017.7

    14. [14]

      Boisvert, F. M.; van Koningsbruggen, S.; Navascues, J.; Lamond, A. I. Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 2007, 8, 574.

    15. [15]

      Gall, J. G. Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 2003, 4, 975. doi: 10.1038/nrm1262

    16. [16]

      Jain, S.; Wheeler, J. R.; Walters, R. W.; Agrawal, A.; Barsic, A.; Parker, R. Cell 2016, 164, 487. doi: 10.1016/j.cell.2015.12.038

    17. [17]

      Brangwynne, C. P.; Eckmann, C. R.; Courson, D. S.; Rybarska, A.; Hoege, C.; Gharakhani, J.; Julicher, F.; Hyman, A. A. Science 2009, 324, 1729. doi: 10.1126/science.1172046

    18. [18]

      Iwashita, K.; Handa, A.; Shiraki, K. Int. J. Biol. Macromol. 2018, 120, 10. doi: 10.1016/j.ijbiomac.2018.08.063

    19. [19]

      Franzmann, T. M.; Jahnel, M.; Pozniakovsky, A.; Mahamid, J.; Holehouse, A. S.; Nuske, E.; Richter, D.; Baumeister, W.; Grill, S. W.; Pappu, R. V.; Hyman, A. A.; Alberti, S. Science 2018, 359, eaao5654. doi: 10.1126/science.aao5654

    20. [20]

      Anderson, P.; Kedersha, N. Trends Biochem. Sci. 2008, 33, 141. doi: 10.1016/j.tibs.2007.12.003

    21. [21]

      French, J. B.; Jones, S. A.; Deng, H. Y.; Pedley, A. M.; Kim, D.; Chan, C. Y.; Hu, H. B.; Pugh, R. J.; Zhao, H.; Zhang, Y. X.; Huang, T. J.; Fang, Y.; Zhuang, X. W.; Benkovic, S. J. Science 2016, 351, 733. doi: 10.1126/science.aac6054

    22. [22]

      Alberti, S.; Gladfelter, A.; Mittag, T. Cell 2019, 176, 419. doi: 10.1016/j.cell.2018.12.035

    23. [23]

      Lentini, R.; Yeh Martin, N.; Mansy, S. S. Curr. Opin. Chem. Biol. 2016, 34, 53. doi: 10.1016/j.cbpa.2016.06.013

    24. [24]

      Aufinger, L.; Simmel, F. C. Chem. Eur. J. 2019, 25, 12659. doi: 10.1002/chem.201901726

    25. [25]

      Engelhart, A. E.; Adamala, K. P.; Szostak, J. W. Nat. Chem. 2016, 8, 448. doi: 10.1038/nchem.2475

    26. [26]

      Budin, I.; Debnath, A.; Szostak, J. W. J. Am. Chem. Soc. 2012, 134, 20812. doi: 10.1021/ja310382d

    27. [27]

      Zong, W.; Ma, S. H.; Zhang, X. N.; Wang, X. J.; Li, Q. C.; Han, X. J. J. Am. Chem. Soc. 2017, 139, 9955. doi: 10.1021/jacs.7b04009

    28. [28]

      Zong, W.; Zhang, X. N.; Li, C.; Han, X. J. ACS Synth. Biol. 2018, 7, 945. doi: 10.1021/acssynbio.8b00045

    29. [29]

      Li, S. B.; Wang, X. J.; Mu, W.; Han, X. J. Anal. Chem. 2019, 91, 6859.

    30. [30]

      Kamiya, K.; Takeuchi, S. J. Mat. Chem. B 2017, 5, 5911. doi: 10.1039/C7TB01322A

    31. [31]

      Dupin, A.; Simmel, F. C. Nat. Chem. 2019, 11, 32. doi: 10.1038/s41557-018-0174-9

    32. [32]

      van Swaay, D.; deMello, A. Lab Chip 2013, 13, 752. doi: 10.1039/c2lc41121k

    33. [33]

      Li, Q. C.; Wang, X. J.; Ma, S. H.; Zhang, Y.; Han, X. J. Colloids Surf. B-Biointerfaces 2016, 147, 368. doi: 10.1016/j.colsurfb.2016.08.018

    34. [34]

      田文杰, 佐佐木善浩, 池田笃志, 菊池纯一, 宋溪明, 范圣第, 化学学报, 2004, 62, 1230. http://sioc-journal.cn/Jwk_hxxb/CN/Y2004/V62/I13/1230Tian, W.; Sasaki, Y.; Ikeda, A.; Kikuchi, J.; Song, X.; Fan, S. Acta Chim. Sinica 2004, 62, 1230(in Chinese). http://sioc-journal.cn/Jwk_hxxb/CN/Y2004/V62/I13/1230

    35. [35]

      李莉, 林美玉, 邱枫, 杨玉良, 化学学报, 2005, 63, 1375. http://sioc-journal.cn/Jwk_hxxb/CN/Y2005/V63/I14/1375Li, L.; Lin, M.; Qiu, F.; Yang, Y. Acta Chim. Sinica 2005, 63, 1375(in Chinese). http://sioc-journal.cn/Jwk_hxxb/CN/Y2005/V63/I14/1375

    36. [36]

      Meng, F. H.; Zhong, Z. Y. J. Phys. Chem. Lett. 2011, 2, 1533. doi: 10.1021/jz200007h

    37. [37]

      LoPresti, C.; Lomas, H.; Massignani, M.; Smart, T.; Battaglia, G. J. Mater. Chem. 2009, 19, 3576. doi: 10.1039/b818869f

    38. [38]

      Oparin, A. I. Origin of Life, Dover Publications, New York, 1953.

    39. [39]

      Poudyal, R. R.; Pir Cakmak, F.; Keating, C. D.; Bevilacqua, P. C. Biochemistry 2018, 57, 2509. doi: 10.1021/acs.biochem.8b00081

    40. [40]

      Overbeek, J. T.; Voorn, M. J. J. Cell. Physiol. 1957, 49, 7. doi: 10.1002/jcp.1030490404

    41. [41]

      Kim, S.; Huang, J.; Lee, Y.; Dutta, S.; Yoo, H. Y.; Jung, Y. M.; Jho, Y.; Zeng, H.; Hwang, D. S. Proc. Natl. Acad. Sci. 2016, 113, E847. doi: 10.1073/pnas.1521521113

    42. [42]

      Hoffmann, K. Q.; Perry, S. L.; Leon, L.; Priftis, D.; Tirrell, M.; de Pablo, J. J. Soft Matter 2015, 11, 1525. doi: 10.1039/C4SM02336F

    43. [43]

      Roy, D.; Brooks, W. L. A.; Sumerlin, B. S. Chem. Soc. Rev. 2013, 42, 7214. doi: 10.1039/c3cs35499g

    44. [44]

      Blocher, W. C.; Perry, S. L. Wiley Interdiscip. Rev.:Nanomed. Nanobiotechnol. 2017, 9, e1442. doi: 10.1002/wnan.1442

    45. [45]

      Priftis, D.; Xia, X.; Margossian, K. O.; Perry, S. L.; Leon, L.; Qin, J.; de Pablo, J. J.; Tirrell, M. Macromolecules 2014, 47, 3076. doi: 10.1021/ma500245j

    46. [46]

      Jeon, B. J.; Nguyen, D. T.; Abraham, G. R.; Conrad, N.; Fygenson, D. K.; Saleh, O. A. Soft Matter 2018, 14, 7009. doi: 10.1039/C8SM01085D

    47. [47]

      Schuster, B. S.; Reed, E. H.; Parthasarathy, R.; Jahnke, C. N.; Caldwell, R. M.; Bermudez, J. G.; Ramage, H.; Good, M. C.; Hammer, D. A. Nat. Commun. 2018, 9, 12. doi: 10.1038/s41467-017-02416-0

    48. [48]

      Deng, N.-N.; Huck W. T. S. Angew. Chem. Int. Ed. 2017, 56, 9736. doi: 10.1002/anie.201703145

    49. [49]

      Koga, S.; Williams, D. S.; Perriman, A. W.; Mann, S. Nat. Chem. 2011, 3, 720. doi: 10.1038/nchem.1110

    50. [50]

      Black, K. A.; Priftis, D.; Perry, S. L.; Yip, J.; Byun, W. Y.; Tirrell, M. ACS Macro Lett. 2014, 3, 1088. doi: 10.1021/mz500529v

    51. [51]

      Aumiller, W. M., Jr.; Keating, C. D. Nat. Chem. 2016, 8, 129. doi: 10.1038/nchem.2414

    52. [52]

      Spruijt, E.; Sprakel, J.; Stuart, M. A. C.; van der Gucht, J. Soft Matter 2010, 6, 172. doi: 10.1039/B911541B

    53. [53]

      Frankel, E. A.; Bevilacqua, P. C.; Keating, C. D. Langmuir 2016, 32, 2041. doi: 10.1021/acs.langmuir.5b04462

    54. [54]

      Zhao, M. M.; Zacharia, N. S. J. Chem. Phys. 2018, 149, 163326. doi: 10.1063/1.5040346

    55. [55]

      Lindhoud, S.; Claessens, M. M. A. E. Soft Matter 2016, 12, 408. doi: 10.1039/C5SM02386F

    56. [56]

      Obermeyer, A. C.; Mills, C. E.; Dong, X. H.; Flores, R. J.; Olsen, B. D. Soft Matter 2016, 12, 3570. doi: 10.1039/C6SM00002A

    57. [57]

      Kapelner, R. A.; Obermeyer, A. C. Chem. Sci. 2019, 10, 2700. doi: 10.1039/C8SC04253E

    58. [58]

      Cummings, C. S.; Obermeyer, A. C. Biochemistry 2018, 57, 314. doi: 10.1021/acs.biochem.7b00990

    59. [59]

      Horn, J. M.; Kapelner, R. A.; Obermeyer, A. C. Polymers 2019, 11, 578. doi: 10.3390/polym11040578

    60. [60]

      Pathak, J.; Rawat, K. RSC Adv. 2015, 5, 67066. doi: 10.1039/C5RA07195J

    61. [61]

      Pathak, J.; Rawat, K. J. Phys. Chem. B 2014, 118, 11161. doi: 10.1021/jp5068846

    62. [62]

      Perry, S. L.; Leon, L.; Hoffmann, K. Q.; Kade, M. J.; Priftis, D.; Black, K. A.; Wong, D.; Klein, R. A.; Pierce, C. F.; Margossian, K. O.; Whitmer, J. K.; Qin, J.; de Pablo, J. J.; Tirrell, M. Nat. Commun. 2015, 6, 8.

    63. [63]

      Aumiller, W. M., Jr.; Keating, C. D. Adv. Colloid Interface Sci. 2017, 239, 75. doi: 10.1016/j.cis.2016.06.011

    64. [64]

      Souza, C. J. F.; da Costa, A. R.; Souza, C. F.; Tosin, F. F. S.; Garcia-Rojas, E. E. Int. J. Biol. Macromol. 2018, 107, 1253. doi: 10.1016/j.ijbiomac.2017.09.104

    65. [65]

      Souza, C. J. F.; Garcia-Rojas, E. E. Food Hydrocoll. 2015, 47, 124. doi: 10.1016/j.foodhyd.2015.01.010

    66. [66]

      Hwang, D. S.; Zeng, H. B.; Srivastava, A.; Krogstad, D. V.; Tirrell, M.; Israelachvili, J. N.; Waite, J. H. Soft Matter 2010, 6, 3232. doi: 10.1039/c002632h

    67. [67]

      Zhang, X. M.; Lin, Y. X.; Eschmann, N. A.; Zhou, H. J.; Rauch, J. N.; Hernandez, I.; Guzman, E.; Kosik, K. S.; Han, S. I. PLoS Biol. 2017, 15, 28.

    68. [68]

      Mason, A. F.; Buddingh, B. C.; Williams, D. S.; van Hest, J. C. M. J. Am. Chem. Soc. 2017, 139, 17309. doi: 10.1021/jacs.7b10846

    69. [69]

      Mason, A. F.; Yewdall, N. A.; Welzen, P. L. W.; Shao, J.; van Stevendaal, M.; van Hest, J. C. M.; Williams, D. S.; Abdelmohsen, L. ACS Cent. Sci. 2019, 5, 1360. doi: 10.1021/acscentsci.9b00345

    70. [70]

      Qiao, Y.; Li, M.; Booth, R.; Mann, S. Nat. Chem. 2017, 9, 110. doi: 10.1038/nchem.2617

    71. [71]

      Dora Tang, T. Y.; Rohaida Che Hak, C.; Thompson, A. J.; Kuimova, M. K.; Williams, D. S.; Perriman, A. W.; Mann, S. Nat. Chem. 2014, 6, 527. doi: 10.1038/nchem.1921

    72. [72]

      Priftis, D.; Farina, R.; Tirrell, M. Langmuir 2012, 28, 8721. doi: 10.1021/la300769d

    73. [73]

      Lu, T.; Spruijt, E. J. Am. Chem. Soc. 2020, 142, 2905. doi: 10.1021/jacs.9b11468

    74. [74]

      Ulijn, R. V.; Lampel, A. Isr. J. Chem. 2019, 1.

    75. [75]

      Choi, J.-M.; Wang, J.; Holehouse, A. S.; Alberti, S.; Hyman, A. A.; Pappu, R. V. Biophys. J. 2018, 114, 561A.

    76. [76]

      Wei, M.-T.; Elbaum-Garfinkle, S.; Holehouse, A. S.; Chen, C. C.-H.; Feric, M.; Arnold, C. B.; Priestley, R. D.; Pappu, R. V.; Brangwynne, C. P. Nat. Chem. 2017, 9, 1118. doi: 10.1038/nchem.2803

    77. [77]

      Oldfield, C. J.; Dunker, A. K. Annu. Rev. Biochem. 2014, 83, 553. doi: 10.1146/annurev-biochem-072711-164947

    78. [78]

      Cohan, M. C.; Posey, A. E.; Mittal, A.; Grigsby, S. J.; Holehouse, A. S.; Buske, P. J.; Levin, P. A.; Pappu, R. V. Mol. Biol. Cell 2017, 114, 590A.

    79. [79]

      Harmon, T. S.; Holehouse, A. S.; Pappu, R. V. New J. Phys. 2018, 20, 045002. doi: 10.1088/1367-2630/aab8d9

    80. [80]

      Ruff, K. M.; Pappu, R. V.; Holehouse, A. S. Curr. Opin. Struct. Biol. 2019, 56, 1.

    81. [81]

      Molliex, A.; Temirov, J.; Lee, J.; Coughlin, M.; Kanagaraj, A. P.; Kim, H. J.; Mittag, T.; Taylor, J. P. Cell 2015, 163, 123. doi: 10.1016/j.cell.2015.09.015

    82. [82]

      Elbaum-Garfinkle, S.; Kim, Y.; Szczepaniak, K.; Chen, C. C. H.; Eckmann, C. R.; Myong, S.; Brangwynne, C. P. Proc. Natl. Acad. Sci. 2015, 112, 7189. doi: 10.1073/pnas.1504822112

    83. [83]

      Tan, Y. P.; Hoon, S.; Guerette, P. A.; Wei, W.; Ghadban, A.; Hao, C.; Miserez, A.; Waite, J. H. Nat. Chem. Biol. 2015, 11, 488. doi: 10.1038/nchembio.1833

    84. [84]

      Madinya, J. J.; Chang, L. W.; Perry, S. L.; Sing, C. E. Mol. Syst. Des. Eng. 2020, 5, 632. doi: 10.1039/C9ME00074G

    85. [85]

      Mountain, G. A.; Keating, C. D. Biomacromolecules 2020, 21, 630. doi: 10.1021/acs.biomac.9b01354

    86. [86]

      Jing, H.; Bai, Q.; Lin, Y. n.; Chang, H.; Yin, D.; Liang, D. Langmuir 2020, 36, 8017. doi: 10.1021/acs.langmuir.0c01864

    87. [87]

      Yin, Y. D.; Niu, L.; Zhu, X. C.; Zhao, M. P.; Zhang, Z. X.; Mann, S.; Liang, D. H. Nat. Commun. 2016, 7, 7.

    88. [88]

      Yin, Y. D.; Chang, H. J.; Jing, H. R.; Zhang, Z. X.; Yan, D. D.; Mann, S.; Liang, D. H. Soft Matter 2018, 14, 6514. doi: 10.1039/C8SM01168K

    89. [89]

      Fothergill, J.; Li, M.; Davis, S. A.; Cunningham, J. A.; Mann, S. Langmuir 2014, 30, 14591. doi: 10.1021/la503746u

    90. [90]

      Dompe, M.; Cedano-Serrano, F. J.; Heckert, O.; van den Heuvel, N.; van der Gucht, J.; Tran, Y.; Hourdet, D.; Creton, C.; Kamperman, M. Adv. Mater. 2019, 31, e1808179. doi: 10.1002/adma.201808179

    91. [91]

      Kumar, B.; Fothergill, J.; Bretherton, J.; Tian, L. F.; Patil, A. J.; Davis, S. A.; Mann, S. Chem. Commun. 2018, 54, 3594. doi: 10.1039/C8CC01129J

    92. [92]

      Lawrence, M. S.; Phillips, K. J.; Liu, D. R. J. Am. Chem. Soc. 2007, 129, 10110. doi: 10.1021/ja071641y

    93. [93]

      Comert, F.; Malanowski, A. J.; Azarikia, F.; Dubin, P. L. Soft Matter 2016, 12, 4154. doi: 10.1039/C6SM00044D

    94. [94]

      Comert, F.; Xu, A. Y.; Madro, S. P.; Liadinskaia, V.; Dubin, P. L. J. Chem. Phys. 2018, 149, 163321. doi: 10.1063/1.5029296

    95. [95]

      Xu, A. Y.; Melton, L. D.; Ryan, T. M.; Mata, J. P.; Rekas, A.; Williams, M. A. K.; McGillivray, D. J. Food Hydrocoll. 2018, 77, 952. doi: 10.1016/j.foodhyd.2017.11.045

    96. [96]

      Pandey, P. K.; Kaushik, P.; Rawat, K.; Aswal, V. K.; Bohidar, H. B. Soft Matter 2017, 13, 6784. doi: 10.1039/C7SM01222E

    97. [97]

      Lin, Y.; Jing, H.; Liu, Z.; Chen, J.; Liang, D. Langmuir 2020, 36, 1709. doi: 10.1021/acs.langmuir.9b03561

    98. [98]

      Simon, J. R.; Carroll, N. J.; Rubinstein, M.; Chilkoti, A.; Lopez, G. P. Nat. Chem. 2017, 9, 509. doi: 10.1038/nchem.2715

    99. [99]

      Reed, E. H.; Schuster, B. S. ACS Synth. Biol. 2020, 9, 500. doi: 10.1021/acssynbio.9b00503

    100. [100]

      Shin, Y.; Berry, J.; Pannucci, N.; Haataja, M. P.; Toettcher, J. E.; Brangwynne, C. P. Cell 2017, 168, 159. doi: 10.1016/j.cell.2016.11.054

    101. [101]

      Mitrea, D. M.; Kriwacki, R. W. Cell Commun. Signaling 2016, 14, R1097.

    102. [102]

      Bayley, H.; Mason, A. F.; van Hest, J. C. M. Emerging Top. Life Sci. 2019, 3, 567. doi: 10.1042/ETLS20190094

    103. [103]

      Ghellab, S. E.; Li, Q. C.; Fuhs, T.; Bi, H. M.; Han, X. J. Colloid Surf. B-Biointerfaces 2017, 160, 697. doi: 10.1016/j.colsurfb.2017.10.025

    104. [104]

      Spoelstra, W. K.; Deshpande, S.; Dekker, C. Curr. Opin. Biotechnol. 2018, 51, 47. doi: 10.1016/j.copbio.2017.11.005

    105. [105]

      Blain, J. C.; Szostak, J. W. Annu. Rev. Biochem. 2014, 83, 615. doi: 10.1146/annurev-biochem-080411-124036

    106. [106]

      Vance, J. E. Traffic 2015, 16, 1. doi: 10.1111/tra.12230

    107. [107]

      Zhang, Y. M.; Rock, C. O. Nat. Rev. Microbiol. 2008, 6, 222. doi: 10.1038/nrmicro1839

    108. [108]

      Hansen, J. S.; Elbing, K.; Thompson, J. R.; Malmstadt, N.; Lindkvist-Petersson, K. Chem. Commun. 2015, 51, 2316. doi: 10.1039/C4CC08838G

    109. [109]

      Nordlund, G.; Brzezinski, P.; von Ballmoos, C. Nat. Commun. 2014, 5, 8.

    110. [110]

      Lee, K. Y.; Park, S. J.; Lee, K. A.; Kim, S. H.; Kim, H.; Meroz, Y.; Mahadevan, L.; Jung, K. H.; Ahn, T. K.; Parker, K. K.; Shin, K. Nat. Biotechnol. 2018, 36, 530. doi: 10.1038/nbt.4140

    111. [111]

      Sokolova, E.; Spruijt, E.; Hansen, M. M. K.; Dubuc, E.; Groen, J.; Chokkalingam, V.; Piruska, A.; Heus, H. A.; Huck, W. T. S. Proc. Natl. Acad. Sci. 2013, 110, 11692. doi: 10.1073/pnas.1222321110

    112. [112]

      Booth, R.; Qiao, Y.; Li, M.; Mann, S. Angew. Chem. Int. Ed. 2019, 3, 1.

    113. [113]

      Last, M. G. F.; Deshpande, S.; Dekker, C. ACS Nano 2020, 14, 4487. doi: 10.1021/acsnano.9b10167

    114. [114]

      Sato, Y.; Takinoue, M. Micromachines 2019, 10, 216. doi: 10.3390/mi10040216

    115. [115]

      Linsenmeier, M.; Kopp, M. R. G.; Grigolato, F.; Liu, D.; Zuercher, D.; Hondele, M.; Weis, K.; Palmiero, U. C.; Arosio, P. Angew. Chem. Int. Ed. 2019, 58, 14489. doi: 10.1002/anie.201907278

    116. [116]

      Love, C.; Steinkuhler, J.; Gonzales, D. T.; Yandrapalli, N.; Robinson, T.; Dimova, R.; Tang, T. D. Angew. Chem. Int. Ed. 2020, 59, 5950. doi: 10.1002/anie.201914893

    117. [117]

      Deshpande, S.; Brandenburg, F.; Lau, A.; Last, M. G. F.; Spoelstra, W. K.; Reese, L.; Wunnava, S.; Dogterom, M.; Dekker, C. Nat. Commun. 2019, 10, 1800. doi: 10.1038/s41467-019-09855-x

    118. [118]

      Shin, Y.; Berry, J.; Pannucci, N.; Haataja, M. P.; Toettcher, J. E.; Brangwynne, C. P. Cell 2017, 168, 159. doi: 10.1016/j.cell.2016.11.054

    119. [119]

      Yewdall, N. A.; Mason, A. F.; van Hest, J. C. M. Interface Focus 2018, 8, 15.

    120. [120]

      Zwicker, D.; Seyboldt, R.; Weber, C. A.; Hyman, A. A.; Jülicher, F. Nat. Phys. 2016, 13, 408.

    121. [121]

      Tang, T. Y. D.; van Swaay, D.; deMello, A.; Anderson, J. L. R.; Mann, S. Chem. Commun. 2015, 51, 11429. doi: 10.1039/C5CC04220H

    122. [122]

      Deng, N.-N.; Vibhute, M. A.; Zheng, L.; Zhao, H.; Yelleswarapu, M.; Huck, W. T. S. J. Am. Chem. Soc. 2018, 140, 7399. doi: 10.1021/jacs.8b03123

    123. [123]

      Krishna Kumar, R.; Yu, X.; Patil, A. J.; Li, M.; Mann, S. Angew. Chem. Int. Ed. 2011, 50, 9343. doi: 10.1002/anie.201102628

    124. [124]

      Dzieciol, A. J.; Mann, S. Chem. Soc. Rev. 2012, 41, 79. doi: 10.1039/C1CS15211D

    125. [125]

      Chatterjee, S.; Yadav, S. Life 2019, 9, 1.

    126. [126]

      Strulson, C. A.; Molden, R. C.; Keating, C. D.; Bevilacqua, P. C. Nat. Chem. 2012, 4, 941. doi: 10.1038/nchem.1466

    127. [127]

      Drobot, B.; Iglesias-Artola, J. M.; Le Vay, K.; Mayr, V.; Kar, M.; Kreysing, M.; Mutschler, H.; Tang, T. D. Nat. Commun. 2018, 9, 3643. doi: 10.1038/s41467-018-06072-w

    128. [128]

      Poudyal, R. R.; Guth-Metzler, R. M.; Veenis, A. J.; Frankel, E. A.; Keating, C. D.; Bevilacqua, P. C. Nat. Commun. 2019, 10, 490. doi: 10.1038/s41467-019-08353-4

    129. [129]

      Tang, T. Y. D.; Antognozzi, M.; Vicary, J. A.; Perriman, A. W.; Mann, S. Soft Matter 2013, 9, 7647. doi: 10.1039/c3sm50726b

    130. [130]

      Pir Cakmak, F.; Grigas, A. T.; Keating, C. D. Langmuir 2019, 35, 7830. doi: 10.1021/acs.langmuir.9b00213

    131. [131]

      Martin, N.; Douliez, J. P. Angew. Chem. Int. Ed. 2017, 56, 13689. doi: 10.1002/anie.201707139

    132. [132]

      Williams, D. S.; Patil, A. J.; Mann, S. Small 2014, 10, 1830. doi: 10.1002/smll.201303654

    133. [133]

      Byun, C. K.; Hwang, H.; Choi, W. S.; Yaguchi, T.; Park, J.; Kim, D.; Mitchell, R. J.; Kim, T.; Cho, Y. K.; Takayama, S. J. Am. Chem. Soc. 2013, 135, 2242. doi: 10.1021/ja3094923

    134. [134]

      Zhu, C. T.; Li, Q. C.; Dong, M. D.; Han, X. J. Anal. Chem. 2018, 90, 14363. doi: 10.1021/acs.analchem.8b03825

    135. [135]

      Wang, X. J.; Tian, L. F.; Du, H.; Li, M.; Mu, W.; Drinkwater, B. W.; Han, X. J.; Mann, S. Chem. Sci. 2019, 10, 9446. doi: 10.1039/C9SC04522H

    136. [136]

      Magdalena Estirado, E.; Mason, A. F.; Alemán García, M. Á.; van Hest, J. C. M.; Brunsveld, L. J. Am. Chem. Soc. 2020, 142, 9106. doi: 10.1021/jacs.0c01732

    137. [137]

      Tian, L.; Martin, N.; Bassindale, P. G.; Patil, A. J.; Li, M.; Barnes, A.; Drinkwater, B. W.; Mann, S. Nat. Commun. 2016, 7, 13068. doi: 10.1038/ncomms13068

    138. [138]

      Tian, L. F.; Li, M.; Liu, J. T.; Patil, A. J.; Drinkwater, B. W.; Mann, S. ACS Cent. Sci. 2018, 4, 1551. doi: 10.1021/acscentsci.8b00555

    139. [139]

      Tian, L. F.; Li, M.; Patil, A. J.; Drinkwater, B. W.; Mann, S. Nat. Commun. 2019, 10, 13. doi: 10.1038/s41467-018-07689-7

    140. [140]

      Martin, N.; Douliez, J. P.; Qiao, Y.; Booth, R.; Li, M.; Mann, S. Nat. Commun. 2018, 9, 3652. doi: 10.1038/s41467-018-06087-3

    141. [141]

      Qiao, Y.; Li, M.; Qiu, D.; Mann, S. Angew. Chem. Int. Ed. 2019, 58, 17758. doi: 10.1002/anie.201909313

    142. [142]

      Zhang, Y. W.; Liu, S. Y.; Yao, Y.; Chen, Y. F.; Zhou, S. H.; Yang, X. H.; Wang, K.; Liu, J. B. Small 2020, 16, 2002073. doi: 10.1002/smll.202002073

    143. [143]

      Liu, J.; Tian, L.; Mann, S. Angew. Chem. Int. Ed. 2019, 59, 6853.

    144. [144]

      Zimmerman, S. B.; Harrison, B. Proc. Natl. Acad. Sci. 1987, 84, 1871. doi: 10.1073/pnas.84.7.1871

    145. [145]

      Minton, A. P. J. Cell Sci. 2006, 119, 2863. doi: 10.1242/jcs.03063

    146. [146]

      te Brinke, E.; Groen, J.; Herrmann, A.; Heus, H. A.; Rivas, G.; Spruijt, E.; Huck, W. T. S. Nat. Nanotechnol. 2018, 13, 849. doi: 10.1038/s41565-018-0192-1

    147. [147]

      Zwicker, D.; Seyboldt, R.; Weber, C. A.; Hyman, A. A.; Julicher, F. Nat. Phys. 2017, 13, 408. doi: 10.1038/nphys3984

    148. [148]

      Spoelstra, W. K.; van der Sluis, E. O.; Dogterom, M.; Reese, L. Langmuir 2020, 36, 1956. doi: 10.1021/acs.langmuir.9b02719

  • 图 1  凝聚体的形成机理及相图.

    Figure 1  The formation mechanism and phase diagram of coacervates.

    (a)聚阳离子和聚阴离子通过静电相互作用生成凝聚体; (b)浓度、pH、温度和离子强度对凝聚体生成的影响的相图

    (a) Polycations and polyanions generate coacervates through electrostatic interaction; (b) phase diagram about the effect of concentration, pH, temperature and ionic strength on coacervates formation

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    图 2  离子强度、温度和pH对凝聚体的影响.

    Figure 2  The effect of ionic strength, temperature and pH on the coacervates.

    (a) (RGG-RGG)蛋白质浓度和盐溶液浓度对于凝聚体形成影响的相图[47]; (b)脂质体内的凝聚体受温度调控可逆凝聚的原理示意(上)图及对应的荧光显微镜照片(下)[48]; (c)通过降低pH值使得PGlu/Ply凝聚体降解的明场显微镜图[50].

    (a) Phase diagram of (RGG-RGG) protein and salt concentration on coacervates formation[47]. Copyright 2018, Springer Nature. (b) Schematic illustration of the reversible assembly and disassembly of coacervates in liposomes with temperature changeing (top) and the corresponding fluorescence images (bottom) [48]. Copyright 2017, Wiley-VCH. (c) Brightfield micrographs of PGlu/Ply coacervates disassembly by lowering pH [50]. Copyright 2014, American Chemical Society.

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    图 3  单凝聚相与多凝聚相凝聚体.

    Figure 3  Coacervates with one condensed phase and two coexisting condensed phases.

    (a)单凝聚相凝聚体的结构示意图[73]; (b)二凝聚相凝聚体的结构示意图[73]; (c)聚二烯丙基二甲基氯化铵(PDDA)和ATP两种原料构成的单凝聚相凝聚体; (d) PGlu/PAH/ PDDA三种原料构成的二凝聚相凝聚体, 内部为PGlu/PAH核心, 外部凝聚层为PGlu/PDDA[73]

    (a) Schematic illustration of coacervates with one condensed phase[73]; (b) Schematic illustration of coacervates with two coexisting condensed phases[73]; (c) One condensed phase coacervates composed of PDDA and ATP; (d) Two coexisting condensed phases coacervates composed of poly glutamic acid (PGlu)/PAH inner core surrounded by a PGlu/PDDA shell[73]. Copyright 2020, American Chemical Society. https://pubs.acs.org/doi/abs/10.1021/jacs.9b11468

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    图 4  凝聚体作为人造细胞器的应用.

    Figure 4  Application of coacervates as artificial organelles.

    (a)利用微流控技术制备囊泡包凝聚体的结构: (a1)微流控法示意图, (a2) (i)油滴与囊泡、(ii)凝聚体的荧光显微镜照片, (iii)为(i)和(ii)图的叠加图[48]; (b)利用α-溶血素开孔在囊泡中生成凝聚体的示意图(上)及对应荧光显微镜照片(下)[117]; (c)改变pH在囊泡内可逆形成凝聚体的示意图(上)及对应荧光显微镜照片(下)[116]; (d)蛋白质体中形成凝聚体的示意图(上)和显微镜照片: (i、ii)凝聚体吸附在蛋白质体膜上, (iii、iv)凝聚体游离在蛋白质体中[112]; (e)光驱动的蛋白质凝聚体在酵母细胞内形成[99].

    (a) Coacervates in vesicles prepared by using microfluidic technology: (a1) Schematic illustration of microfluidic technology, (a2) fluorescence image of (i) oil droplets and vesicles, (ii) coacervates, (iii) the overlap of (i) and (ii) [48]. Copyright 2017, Wiley-VCH. (b) Schematic illustration of the formation of coacervates in vesicles by using α-hemolysin pore (top) and time-lapse fluorescence images (bottom) [117]. Copyright 2019, Springer Nature. (c) Schematic showing that changing the pH to form coacervates reversibly in the vesicles (top) and the corresponding fluorescence images (bottom) [116]. Copyright 2020, Wiley-VCH. (d) Schematic of the formation of coacervates in proteinosomes (top) and fluorescence images: (i, ii) coacervates are adsorbed on the proteinosomes membrane, (iii, iv) coacervates are free in the proteinosomes [112]. Copyright 2019, Wiley-VCH. (e) Optically-regulated protein coacervates formed in a single yeast cell [99]. Copyright 2020, American Chemical Society.

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    图 5  凝聚体人造细胞的个体功能.

    Figure 5  Individual functions of coacervates artificial cells.

    (a)核酶对底物的催化裂解反应: (a1)锤头状核酶的碱基序列, (a2)凝聚层的宽视野光学显微镜图像(左).在t＝0 min(中)和t＝900 min(右)的荧光显微镜图像显示了FAM荧光的增加(参见插图)[127]; (b)显示凝聚物的光学显微镜图像, 并且在收集室中储存1 h(左)和16 h(右)后的记录.插图显示了单个凝聚层中mCherry表达的相应荧光图像[121]; (c)示意图显示了含有叶绿体的具有光合作用的无膜凝聚物的制备(上), 共聚焦荧光显微镜图像显示了与完整叶绿体分散体混合后的凝聚体(下)[91]; (d)共聚物在凝聚体表面组装成膜的示意图(左图)和荧光显微镜照片(右图):插图为三嵌段共聚物的结构式[68, 69]; (e)磷脂囊泡在凝聚体表面组装或磷脂囊泡破坏凝聚体结构的示意图(上)和显微镜照片: (i)囊泡破坏凝聚体, (ii)囊泡在凝聚体表面自组装成膜[130].

    (a) Catalytic cleavage of ribozymes on substrates: (a1) the sequence of hammerhead ribozyme, (a2) Wide-field optical microscopy images of coacervates (left). Fluorescence microscopy images at t＝0 min (middle) and t＝900 min (right) show an increase in FAM fluorescence (see inset) [127]. Copyright 2018, Springer Nature. (b) Optical microscopy images showing coacervates and recorded 1 h (left) and 16 h (right) after storage in the collection chamber. Insets shows corresponding fluorescence images of mCherry expression in single coacervate[121]. Copyright 2015, Royal Society of Chemistry. (c) Scheme showing the preparation of photosynthetically active membrane-free coacervates containing chloroplasts (top), Confocal fluorescence microscopy images showing coacervates after mixing with a dispersion of intact chloroplasts (bottom) [91]. Copyright 2018, Royal Society of Chemistry. (d) Schematic illustration of copolymer assembly on the surface of the coacervates to form a film (left) and fluorescence images (right): the inset is the schematic of a bespoke terpolymer[68, 69]. Copyright 2017, American Chemical Society. https://pubs.acs.org/doi/full/10.1021/jacs.7b10846. Copyright 2019, American Chemical Society. https://pubs.acs.org/doi/10.1021/acscentsci.9b00345. (e) Schematic illustration of the assembly of phospholipid vesicles on the surface of the coacervates or phospholipid vesicles destroy the coacervates (top) and fluorescence images: (i) the vesicles destroy the coacervates, (ii) the vesicles form a membrane on the surface of the coacervates [130]. Copyright 2019, American Chemical Society.

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    图 6  凝聚体的群体行为.

    Figure 6  Collective behaviors of coacervates.

    (a)凝聚体人造细胞在不同强度电场作用下的显微镜图像[87]; (b)声场下凝聚体阵列(左)及酶分子在阵列中的传递(右)的显微镜照片[137]; (c)合成宿主-客体人造细胞的协同和拮抗行为的示意图[140].

    (a) Microscope images of coacervate-based artificial cells under different electric fields[87]. Copyright 2016, Springer Nature. (b) Acoustic patterning of coacervates micro-droplet arrays (left) and the fluorescence microscopy image of transferring of enzyme molecules in the array (right) [137]. Copyright 2018, Springer Nature. (c) Schematic showing synergistic and antagonistic behaviour in synthetic host-guest artificial cells[140]. Copyright 2016, Springer Nature.

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    表 1  凝聚体的分类及应用

    Table 1.  Classification and application of coacervates

    类型 原料 组分/凝聚相 生成特征和应用 参考文献
    单相凝聚体 非生物分子凝聚体 PAA/PAH 2/1 PAA/PAH凝聚体保护BSA免受极端pH和尿素的变性破坏 [54]
    PDDA/PAA 2/1 在十二烷油相中, 使用二氧化硅纳米粒子稳定凝聚体 [89]
    PAA/PDMAEMA/PAH、PAA/PDMAEMA/PEI 3/1、3/1 三元凝聚体相较于基础的二元凝聚体系统, 具有更好的盐溶液浓度稳定性 [45]
    PDMAEMA/PAA 2/1 通过优化使得凝聚体内部溶菌酶浓度达到细胞质中蛋白质浓度(200 g/L) [55]
    PAA-g-PNIPAM/PDMAPAA-g- PNIPAM 2/1 聚合物含有热响应性聚(N-异丙基丙烯酰胺)(PNIPAM)支链, 室温形成凝聚体, 升温后转变为水凝胶 [90]
    PMETAC/PSPM 2/1 复凝聚层与水相界面的表面张力值通过AFM探针测得为100 μN/m数量级, 且会随着盐浓度的升高而降低 [52]
    生物分子和非生物分子形成的凝聚体 α胰凝乳蛋白酶原/
    PDMAEMA、α胰凝乳蛋白
    酶原/qP4VP、肌红蛋白/
    PDMAEMA、肌红蛋白/ qP4VP、RNase/PDMAEMA、RNase/qP4VP、溶菌酶/ PDMAEMA、溶菌酶/qP4VP    		 均为2/1 琥珀酸酐修饰的蛋白质(α胰凝乳蛋白酶原、肌红蛋白、RNase、溶菌酶), 增大了负电残基比例, 能够与阳离子聚电解质(PDMAEMA和P4VP)形成凝聚体 [56]
    GFP/qP4VP、GFP/PEI 2/1、2/1 设计了离子标签肽段, 位于GFP的C端, 与阳离子聚电解质形成凝聚体, 并且对GFP荧光强度影响较小 [57]
    超电荷GFP/PAA、超电荷GFP/PSS 2/1、2/1 超电荷GFP(正电)与阴离子聚合形成凝聚体, 具有更好的pH和盐浓度稳定性 [58]
    超电荷GFP/qP4VP、超电荷GFP/PEI 2/1、2/1 超电荷GFP(负电)与阳离子聚合形成凝聚体, 具有更好的pH和盐浓度稳定性 [57]
    N-[(芴-9-基甲氧基)羰基]-D-丙氨酸-D丙氨酸(Fmoc-AA)/PDDA 2/1 结构自适应的二肽Fmoc-AA与PDDA形成受pH响应形成含PDDA的二肽水凝胶 [74]
    羧甲基葡聚糖/PDDA 2/1 负电性的叶绿体通过静电相互作用包裹在凝聚体内, 实现光合作用中的光反应电子传递 [91]
    蛋白质(或多肽)与蛋白质(或多肽)凝聚体 BLG/明胶B 2/1 当[明胶B]:[BLG]＜1时, 形成凝聚体, 而[明胶B]:[BLG]＞1时, 逐渐形成凝胶相 [60]
    BSA/明胶B[78] 2/1 [BSA]和[明胶B]的比值决定了常温下的凝聚状态, 并且凝聚体加热到32 ℃以上时会产生不可逆的浑浊凝胶 [61]
    超电荷GFP/超电荷GFP 2/1 正电的超电荷GFP和负电的超电荷GFP形成凝聚体 [92]
    卵清蛋白/溶菌酶 2/1 卵清蛋白和溶菌酶未折叠形成液态凝聚体, 而未折叠的两种蛋白质形成固相 [18]
    超电荷GFP/PLy 2/1 设计了离子标签肽段, 位于GFP的C端, 使GFP所带负电荷增加.这种“超电荷GFP”可与PLy生成凝聚体 [57]
    D, L-PLy/D, L-PGlu 4/1 对于同手性多肽, 带相反电荷的侧链不仅有静电相互作用, 而且会产生氢键作用, 使凝聚体产生固态性质; 但是当存在外消旋多肽时, 凝聚体为液相 [62]
    BSA/PLy/PGlu 3/1 BSA与PLy形成正电中间体, 再与PGlu发生凝聚 [50]
    多糖与蛋白质(或多肽)凝聚体 单克隆抗体/透明质酸、β-乳球蛋白(BLG)/透明质酸 2/1、2/1 同时观察到凝聚与沉淀两种状态的相分离, 凝聚过程需要原料对之间的电荷中和 [93]
    BSA/透明质酸 2/1 pH改变使得凝聚体生成和分解 [94]
    溶菌酶/果胶 2/1 溶菌酶/果胶体系在较大pH值范围内(2.0~7.0)形成, NaCl浓度的增加会使该pH范围变窄, 且原料比例也会影响pH范围 [64]
    卵清蛋白/果胶 2/1 原料比影响凝聚体的形成, 当卵清蛋白:果胶比例增大到10:1时, 复凝聚体解离 [65]
    BLG/果胶 2/1 通过SAXS和SANS得出复杂凝聚层的主要组成部分是紧密的初级粒子.这些初级粒子由重叠/缠绕的果胶链和富含BLG的簇组成 [95]
    明胶/阿拉伯胶 2/1 最早被研究的生物大分子凝聚体系 [63]
    重组贻贝黏附蛋白(fp-151-RGD)/透明质酸 2/1 fp-151-RGD/透明质酸凝聚体有较高的摩擦系数(＞1.2)和较低的界面能(＜1 mJ/m2), 有望成为未来的胶粘剂 [66]
    核酸与蛋白质(或多肽)凝聚体 LAF-1/RNA 2/1 自凝聚的LAF-1加入RNA后, 凝聚体黏度降低 [82]
    超电荷GFP/RNA、超电荷GFP/DNA 2/1 正电超电荷GFP与核酸形成凝聚体 [58, 92]
    玉米蛋白zein/dsDNA 2/1 可以通过调节溶解的疏水性来调节玉米蛋白zein/dsDNA凝聚体的形成 [96]
    tau/RNA 2/1 tua蛋白在体外与RNA形成凝聚体 [67]
    RRASLRRASL/tRNA 2/1 证明凝聚不是RNA序列依赖性的, 很大程度上是由带负电荷的RNA和带正电荷的肽之间的静电吸引驱动的 [51]
    Poly U/精胺 2/1 脂质体内原位合成polyU, 与原本存在的精胺组成凝聚体 [71]
    RNA/寡聚赖氨酸(OLy) 2/1 构建了一种油酸稳定的凝聚体体系 [71]
    ss-oligo/PLy 2/1 改变脂质体电性可以使得脂质体分布在ss-oligo/PLy凝聚体内或凝聚体外形成保护壳, 且内吞的脂质体会赋予凝聚体在电场下新的动态特征 [97]
    RRASLRRASL/聚尿嘧啶 2/1 阳离子肽RRASLRRASL的可逆磷酸化使其与多聚尿苷酸形成凝聚体可逆降解 [51]
    多糖与多糖凝聚体 Q-Am/Cm-Am 2/1 三嵌段共聚物稳定的凝聚体体系 [68, 69]
    包含小分子的凝聚体 PDDA/ATP 2/1 构建了脂肪酸保护的PDDA/ATP凝聚体体系; PDDA/ATP凝聚体包裹蛋白酶K, 吞噬蛋白质体 [70, 71]
    PAH/AMP、PAH/ADP、PAH/ATP 2/1、2/1、2/1 Mg2+和不同链长RNA聚集到凝聚体内, 为RNA世界假说提供基础 [53]
    ATP/PLy 2/1 最早利用ATP等小分子单体物质构建凝聚体 [49]
    自凝聚体 LAF-1 1/1 发现LAF-1的N末端富含精氨酸/甘氨酸的IDP结构域对于相分离和RNA-蛋白相互作用都是必要的 [82]
    不同重复次数的VPGXG序列 1/1和2/2 提出了一种低复杂度序列组成的IDP设计规则, 并可以通过温度控制凝聚体结构 [98]
    ((GHGVY)2-(GHGPY)2-
    GHGLY))    		 1/1 该富含组氨酸的蛋白可能在遇到海水时发生凝聚, 导致鱿鱼嘴部结构的密封性 [83]
    RGG 1/1 光控切割增溶蛋白区域, 余下的RGG区域自凝聚形成凝聚体 [99, 100]
    多相凝聚体 三甲基化聚赖氨酸(PLy(Me)3)/ ssDNA/富含赖氨酸的弹性多肽融合的GFP (GFP-K 72) 3/2 形成两个凝聚相, 内凝聚层为PLy(Me)3/ssDNA, 外凝聚层为GFP-K72/ssDNA [73]
    ATP/PDDA/PAH、ATP/PDDA/PAH/PSPMA、ATP/PDDA/PAH/PSPMA/PAA 3/2、4/2、5/3 多种复凝聚层不相混溶, 临界盐浓度最高的凝聚层通常具有最高的(电荷)密度和最低的水分含量, 大概率出现在多相液滴的核心处 [73]
    PAH/Prot/PAA/Glu100、2xRRASL/Prot/Poly U/Glu100、PLy/聚天冬氨酸(pAsp)/Poly U 4/2、4/2、3/2 聚电解质的添加顺序会影响部分多相凝聚体的形成, 寡肽和寡核苷酸在两相中的分布存在差异 [85]
    PLy/Q-dextran/ss-oligo 3/2 PLy/ss-oligo相为内部凝聚相, 而Q-dextran/ss-oligo相为外部凝聚相, 盐和葡聚糖酶可以水解外部凝聚相, 导致内部凝聚相的混乱运动和融合 [86]
    表中“/”指和的关系, 如PDDA/ATP指PDDA和ATP可以生成凝聚体.
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    表 2  凝聚体在人造细胞领域的应用

    Table 2.  Applications of coacervates in the field of artificial cells

    研究内容 制备方法 已有应用 潜在应用 发展方向
    凝聚体作为细胞器 (1)微流控水油分离得到囊泡包凝聚体结构;
    (2)囊泡中有一种凝聚体原料, 再通过α-溶血素在膜上打孔使另一种小分子原料进入生成凝聚体;
    (3)制备囊泡的同时包进去凝聚体的两种原料.    		 (1)在细胞中合成凝聚体原料进而生成凝聚体;
    (2)在细胞器中实现转录反应、翻译;
    (3)通过温度、pH可逆调整凝聚体的生成与解离, 作为酶反应的开关;
    (4)光刺激真实细胞蛋白发生自凝聚生成凝聚体.    		 行使多种细胞器功能, 如吞噬分解有害物质 (1)开发更多简便可行的制备方法;
    (2)研究的体外生化过程要强调与真实生物体的相关性
    凝聚体作为人造
    细胞    		 人造细胞个体功能 一定浓度和比例下简单混合 (1) RNA(核酶)催化底物裂解;
    (2)遗传物质的转录和翻译;
    (3)凝聚体吸收真实细胞器叶绿体, 构建仿生功能的人造细胞.    		 (1)凝聚体原料的不同对生化反应速率的影响;
    (2)抗盐能力强的凝聚体为需要离子参与的酶催化反应提供稳定的场所    		 生命起源与进化
    人造细胞群体行为 (1)利用微流控通道约束凝聚体;
    (2)利用声场制备凝聚体的阵列;
    (3)将凝聚体与其他人造细胞(如蛋白质体)发生相互作用;
    (4)水凝胶固定.    		 (1)电场作用下的凝聚体群体的非稳态行为;
    (2)凝聚体阵列中溶质的梯度扩散, 实现群落的信号传输;
    (3)凝聚体借助蛋白酶K吞噬蛋白质体并掠夺其货物, 实现人工细胞群落的演化;
    (4)凝聚体与蛋白质体通过生化反应的协同和拮抗作用, 实现细胞的自我重组;
    (5)凝聚体与真实细胞间自我防御机制的模拟;
    (6)利用水凝胶将凝聚体模块化, 实现组织之间的酶级联反应.    		 (1)研究细胞间的通讯;
    (2)实现群落的演化    		 基于群体的更复杂的仿生行为, 比如与细菌群落的协同生长及趋利避害
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  • 发布日期:  2020-11-15
  • 收稿日期:  2020-06-20
  • 网络出版日期:  2020-08-05
通讯作者: 陈斌, bchen63@163.com
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    沈阳化工大学材料科学与工程学院 沈阳 110142

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