

Citation: Li Haimei, Luo Huajian, Xiao Qi, Yang Liyun, Huang Shan, Liu Yi. Investigations of Interactions and Mechanisms of Chiral Graphene Quantum Dots with DNA[J]. Acta Chimica Sinica, 2020, 78(6): 577-586. doi: 10.6023/A20040109

手性石墨烯量子点与DNA相互作用及其机制研究
English
Investigations of Interactions and Mechanisms of Chiral Graphene Quantum Dots with DNA
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1. 引言
手性分子是在三维空间中不完全与镜像一致的分子, 这两个镜像称为对映体[1].作为自然界最重要的特性之一, 手性在分子识别中起着关键作用[2, 3].因此, 开发一种有效的手性材料的合成方法, 使手性材料在手性检测[4]、手性传感[5]、手性识别[6]等方面应用, 具有重要的研究意义.石墨烯量子点(Graphene quantum dots, GQDs)是一种零维碳纳米材料, 因其粒径小、水溶性好、化学惰性高、易于官能化、抗光漂白、毒性低、生物相容性好的优点[7], 而在生物传感[8]、生物成像[9]、催化[10]等许多领域得到广泛的应用.随着纳米科技的发展, 已经开发了许多人工手性纳米结构, 包括手性配合物[11]、手性半导体材料[12]和手性金属纳米材料[13]、手性金属氧化物[14]并在纳米尺度上表现出旋光性.然而, 关于石墨烯量子点的手性的研究很少.
众所周知, 手性与生命有关, 碳材料作为自然界中最丰富的元素之一, 具有许多不可替代的优良性能, 备受关注. Xu等[15]利用手性半胱氨酸制备了具备手性的N-S掺杂碳点.而且实验表明用L-GQDs处理的人膀胱癌T24细胞显示出糖酵解作用增强, 而D-GQDs没有类似的作用.相比之下, 两种手性GQDs均未引起T24细胞的线粒体基础有氧呼吸紊乱. Kotov等[16]研究表明, 经L/D-半胱氨酸修饰的手性石墨烯量子点, 在HepG2细胞的生物相容性和立体异构方面具有显著差异.分子动力学模拟表明, D-GQDs比L-GQDs具有更强的细胞内积累性. Xu等[17]报道了一种基于半胱氨酸(Cys)诱导的手性AuNP二聚体的生物传感器, 该传感器使用对映体半胱氨酸(L-Cys和D-Cys)增强了对映体的等离子体手性, 实现了手性识别和定量检测半胱氨酸的手性传感平台, 检出限为20 pmol/L.
在这里, 我们提出了一种通过一步水热法合成手性石墨烯量子点(L-GQDs, D-GQDs)的新方法.通过多光谱技术、粘度测定和熔链温度法, 比较了两种手性石墨烯量子点与ctDNA相互作用机理.合成的石墨烯量子点具有两个对称性高的手性信号, 分别位于230 nm和305 nm.手性石墨烯量子点与ctDNA之间的结合存在较大的手性差异.由于空间位阻效应的影响, D-GQDs更容易与右手B型螺旋的ctDNA结合并引起DNA的结构变化.这项研究阐明了手性石墨烯量子点与DNA之间的详细相互作用机理, 并进一步提供了有关手性纳米材料在生物大分子结合中的生物学信息.为研发出具备优异性能的新型手性荧光探针提供一定的理论参考.
2. 结果与讨论
2.1 手性石墨烯量子点的表征
手性石墨烯量子点的表征如图 1所示, 由于L-GQDs和D-GQDs具有相似的结构和性质, 因此本文主要讨论L-GQDs的信息. D-GQDs的表征数据详见图S1(Supporting Information).通过圆二色光谱(CD)可进行GQDs手性研究.如图 1a, 手性GQDs的CD信号位于240和306 nm, 而L(or D)-Trp的CD信号位于230 nm. L(or D)-GQDs在240 nm处的CD信号可能归因于L-Trp和D-Trp的CD信号, 其中CD信号的红移可能是碳骨架与L(or D)-Trp相互作用后基团的变化.而另一个在306 nm处出现的CD信号是L(or D)-GQDs的新手性中心.这证明了手性量子点的成功制备[16].如图 1b所示GQDs的UV-vis光谱显示了在280和220 nm处的两个吸收峰, 这分别归因于C=O的n-π*跃迁和芳环结构中C=C的π-π*跃迁[7].此外, 这些GQDs在370 nm的激发波长下具有明显的、狭窄的、几乎对称的荧光光谱, 其峰值位置为444 nm, 斯托克斯位移为74 nm.从图 1b插图可以看出, L(or D)-GQDs溶液在日光下几乎是无色的, 在紫外光(365 nm)下表现出明亮的蓝色荧光, 且绝对荧光量子产率分别为10.28%和9.91%.证明了制备的手性石墨烯量子点具有较好的水溶性和荧光性能.如图 1c进一步表征所示, GQDs的最大激发/发射波长为370 nm/444 nm. GQDs这种与激发波长相关的发射特性主要是由于GQDs的不同尺寸大小和表面状态影响了量子点的带隙.表面状态类似于分子状态, 但是尺寸影响是量子限域效应的结果, 这两者都归因于GQDs激发态的复杂性[18]. L(or D)-GQDs的表面官能团可通过傅立叶转换红外光谱(FT-IR)来进行表征.如图 1d所示, L-GQDs表面存在多个极性基团(如: -OH和-NH2分别在3410和3079 cm-1处的伸缩振动), 从而确保了L-GQDs在水中具有优异的分散性和稳定性[19].此外, 1593、1670、2565 cm-1分别是C=C、C=O和C—H的伸缩振动. 1231 cm-1处为C—N键的振动, C—O—C的对称伸缩振动峰在1098 cm-1处、1000 cm-1以下为芳环的指纹区. 1405 cm-1归因于-OH(在-COOH中)的弯曲振动[20]. L-GQDs的FT-IR光谱表明, L-GQDs的表面保留了碳源中色氨酸的原始氨基和羧基[21].如图 1e、1f所示, X射线光电子能谱(XPS)结果表明, L-GQDs主要由C、O和N元素组成, 与红外光谱分析结果一致. N 1s的高分辨率图中399.80、401.12和401.91 eV处的三个峰分别对应于吡啶-N、石墨-N和N—H键[22].这证明了手性石墨烯量子点的成功制备以及氮元素在L-GQDs中的成功掺杂.如图 1g所示, L(or D)-GQDs的形态接近球形, 粒径主要分布在1~4 nm之间, 平均粒径分别为(2.07±0.02) nm和(2.01±0.01) nm.高分辨率TEM (HRTEM)图像(图 1g插图)反映了L(or D)-GQDs具有较高的结晶度.且表现出0.26 nm的晶格间距, 类似于(1120)石墨烯的晶格条纹[23].这进一步证明了手性石墨烯量子点的成功制备.
图 1
图 1. L(or D)-GQDs表征: (a) L(or D)-GQDs和L(or D)-Trp的圆二色光谱, c(L(or D)-GQDs)=2.5×10-2 mol·L-1; (b)归一化的L-GQDs的UV-vis吸收光谱和荧光光谱.插图:在白光(右)和365 nm紫外灯(左)辐射下的GQDs照片; (c) L-GQDs在不同激发波长下的荧光发射光谱; (d) L-GQDs的红外吸收光谱图; (e), (f) L-GQDs的XPS图; (g) L-GQDs的TEM和HRTEM图像Figure 1. Characterization of L(or D)-GQDs: (a) Circular dichroism spectra of L(or D)-GQDs and L(or D)-Trp, c(L(or D)-GQDs)=2.5×10-2 mol·L-1; (b) Normalized UV-vis absorption spectrum of GQDs, Insert: Photograph of GQDs under the radiation of white light (Right) and 365 nm UV lamp (Left); (c) Fluorescence emission spectra of L-GQDs at different excitation wavelengths; (d) FTIR spectrum of L-GQDs; (e), (f) XPS survey spectrum of L-GQDs; (g) TEM and HRTEM images of L-GQDs2.2 L(or D)-GQDs与ctDNA结合作用
2.2.1 结合模式
图 2显示了ctDNA在Tris-HCl缓冲液(pH 7.4)中随着手性石墨烯量子点浓度增加的ctDNA的紫外-可见吸收光谱.由于嘌呤碱基和嘧啶碱基的特异性吸收能力, ctDNA在260 nm附近存在一个独特的吸收峰[24].添加L(or D)-GQDs后, ctDNA-GQDs复合物的吸光度明显增加, 且吸收峰出现轻微的红移.通常, 考虑到配体分子与ctDNA相互作用后的吸收波长移动作为其嵌插结合模式的光谱特征[25].因此, L(or D)-GQDs可以插入ctDNA的双链中.此外, ctDNA-GQDs复合物体系在260 nm处的吸光度值比ctDNA和L(or D)-GQDs在260 nm处的总吸光度值均略有下降(图 2), 且GQDs的浓度越高, 与ctDNA作用后产生的减色效应越明显.由于减色效应通常源自DNA双链体在其与药物的嵌插结合或静电作用后的稳定作用[24], 因此ctDNA与L(or D)-GQDs之间的相互作用模式可能是嵌入结合模式或静电吸引. D-GQDs存在下的减色效应最明显, 表明D-GQDs与ctDNA的结合能力强.当加入L-GQDs时, 减色效应较D-GQDs弱, 这表明L-GQDs与ctDNA的结合能力弱.这两种石墨烯量子点之间的区别是具有不同的手性.具有右手性的D-GQDs与具有左手性的L-GQDs相比, 与右手B型螺旋的ctDNA之间结合存在较小的空间位阻效应, 因此D-GQDs倾向于靠近ctDNA并与其紧密结合.因此, 可以推测, 具有右手性的D-GQDs具有更小的空间位阻效应, 表现出与ctDNA强的嵌插结合能力.
图 2
在高温下加热后, DNA的双链将解开成两条单链.如果将药物插入DNA的双链中, 则天然的DNA双链结构将更加稳定, Tm值将明显增加.当药物通过沟槽结合或静电吸引与DNA相互作用时, DNA的天然双链保持恒定, 并且Tm值保持不变[26].在添加L(or D)-GQDs前后, 加热温度对260 nm处ctDNA的相对吸光度的影响如图 3a所示.从熔解曲线的中点算出添加L(or D)-GQDs前后的Tm值. ctDNA的Tm值为75.48 ℃, ctDNA-L-GQDs和ctDNA-D-GQDs体系的Tm值分别为77.27 ℃和78.50 ℃. Tm值的增加表明ctDNA和两种手性石墨烯量子点之间为嵌插结合模式.这种嵌插结合模式明显增强了ctDNA的双螺旋结构的稳定性. D-GQDs引起的Tm值的增加多, 这表明D-GQDs与ctDNA的结合能力强, 而L-GQDs与ctDNA的结合能力弱.
图 3
粘度法被广泛用于阐明DNA与物质分子之间的结合机制.众所周知, DNA与外源性物质分子之间的嵌插结合方式不仅延长了DNA的双链, 而且增加了DNA溶液的粘度, 但非嵌插结合相互作用对DNA溶液的粘度影响较小[27].因此, 进行粘度实验以研究ctDNA与L(or D)-GQDs的结合模式.如图 3b所示, 在连续添加EB和两种手性石墨烯量子点后, ctDNA的相对粘度逐渐增加.研究了(η/η0)1/3与较低的[complex]/[ctDNA]值(从0到0.12)之间的关系, 并列出了三个线性回归方程的计算斜率值. ctDNA-EB的斜率值约为1.00, 再次证明了EB与DNA之间具有强大的嵌插结合能力[28]. ctDNA-L-GQDs和ctDNA-D-GQDs体系的斜率值分别为0.78和0.86.两个ctDNA-GQDs体系的斜率值很高, 但均低于ctDNA-EB的斜率值, 这表明L(or D)-GQDs确实插入ctDNA的双链并延长了ctDNA的螺旋结构.这些结果还反映了ctDNA与L(or D)-GQDs之间的嵌插结合模式, 这很好地证实了紫外可见光谱法的结果.在两个ctDNA-GQDs体系中, ctDNA-D-GQDs的斜率值最高, 而ctDNA-L-GQDs的斜率值最低, 这表明D-GQDs表现出与ctDNA强的嵌插结合能力, 这与熔链温度实验结论一致.
DNA和不同物质分子之间的确切相互作用模式, 可以通过荧光光谱法阐明. ctDNA的固有荧光很弱, 但是ctDNA可以通过结合经典的嵌插荧光探针如溴化乙啶(EB), 从而增强探针的荧光强度[29].如果物质分子可以有效地猝灭ctDNA-EB体系的荧光, 则这些物质分子可能会与EB竞争, 并插入ctDNA的双链中.因此, L(or D)-GQDs对ctDNA-EB体系的荧光猝灭程度, 成为研究量子点与ctDNA之间结合相互作用的可靠方法.如图 4所示, EB(λex/em=537 nm/591 nm)的荧光强度很低, 但在与ctDNA发生插入结合相互作用后, 荧光强度显著增加.随着L(or D)-GQDs浓度的增加, ctDNA-EB体系的荧光强度逐渐降低, 表明L(or D)-GQDs可以插入ctDNA的双链中, 并与EB竞争ctDNA的插入位点, 从而导致ctDNA-EB体系的荧光猝灭.此外, 浓度为9.18×10-5 mol·L-1的L(or D)-GQDs对ctDNA-EB体系表现出不同的荧光猝灭作用, L-QGDs为48.25%, D-QGDs为52.20%, 这些结果表明, L(or D)-GQDs取代了荧光探针EB, 使部分荧光探针从ctDNA-EB体系中解离成溶液.进一步验证了L(or D)-GQDs与ctDNA之间的典型嵌插结合模式.此外, L(or D)-GQDs通过浓度依赖的方式猝灭ctDNA-EB体系的荧光, 因此, ctDNA(EB)-GQDs体系的荧光猝灭行为可以通过Stern-Volmer方程(式1)进行阐述:
图 4
$ \frac{{{I_0}}}{I}=1+{K_{\rm SV}}[Q] $
(1) 在此, I0和I表示添加L(or D)-GQDs前后的ctDNA-EB体系的荧光强度, KSV为Stern-Volmer猝灭常数, [Q]为L(or D)-GQDs的浓度.如图 4的插图, 计算出ctDNA(EB)-L-GQDs体系和ctDNA(EB)-D-GQDs体系的猝灭常数KSV分别为0.84×104 L·mol-1和1.35×104 L·mol-1, 这表明L(or D)-GQDs对ctDNA-EB体系的荧光具有很强的猝灭效率.
2.2.2 猝灭类型
通过上述荧光猝灭实验可知, L(or D)-GQDs能够有效地猝灭ctDNA-EB体系的荧光, 因此通过记录在三种不同温度(298、304和310 K)下浓度增加的两种手性石墨烯量子点对ctDNA-EB体系的荧光猝灭程度, 并利用Stern-Volmer方程(式1)可推测出体系的猝灭类型.如图 5所示, 利用式1将所得的数据进行线性拟合, 并求出猝灭常数KSV列于表 1.由于两个ctDNA(EB)-GQDs复合物体系中的KSV值均随温度升高而降低, 因此ctDNA-EB体系与L(or D)-GQDs之间的荧光猝灭机理均为静态猝灭[30].
图 5
表 1
表 1 ctDNA(EB)-GQDs体系在不同温度下的Stern-Volmer猝灭常数Table 1. Stern-Volmer quenching constants of ctDNA(EB)-GQDs system at various temperaturesSystem T/K Ksv/ (104 L·mol-1) R2a S.D.b ctDNA(EB)-L-GQDs 298 0.84 0.999 0.003 304 0.63 0.999 0.002 310 0.47 0.999 0.002 ctDNA(EB)-D-GQDs 298 1.35 0.999 0.009 304 0.87 0.999 0.010 310 0.58 0.999 0.008 a R2 is the correlation coefficient; b S.D. is standard deviation. 2.2.3 结合常数
在荧光静态猝灭过程中, 猝灭剂可以与荧光团结合形成基态复合物.因此, 可以利用修正的Stern-Volmer方程(式2):
$ \frac{{{I_0}}}{{{I_0}-I}}=\frac{1}{{{f_{\rm{a}}}{K_{\rm{a}}}}}\frac{1}{{[Q]}}+\frac{1}{{{f_{\rm{a}}}}} $
(2) 其中Ka是结合常数, fa是溶剂可及的荧光团的摩尔分数[30].通过荧光猝灭数据计算这些复合物的结合常数(Ka), 图 6为三个不同温度下L(or D)-GQDs与ctDNA作用后修正的Stern-Volmer图.如表S1所示, 随着温度的升高, 体系的结合常数Ka逐渐降低, 而且在相同的温度(298 K)下, D-GQDs与ctDNA的结合常数大, 为1.12×104 L·mol-1, L-GQDs与ctDNA的结合常数较小, 为0.73×104 L·mol-1, 这主要是因为右手性的D-GQDs和左手性的L-GQDs相比, 与ctDNA之间的结合具有较小的空间位阻, 因此, D-GQDs与ctDNA-EB体系的结合能力高, L-GQDs与ctDNA-EB体系的结合能力低.这与前面紫外实验结果高度一致.
图 6
2.2.4 结合力
ctDNA-EB-GQDs体系中的结合力通常包含氢键、疏水力、静电相互作用和范德华相互作用[31]. ctDNA-EB-GQDs体系的结合力可以从热力学参数值大致推测, 包括焓变(ΔH)、熵变(ΔS)和自由能变化(ΔG)[32].这些热力学参数的值可以根据van’t Hoff方程(式3、式4)计算:
$ \ln {K_{\rm{a}}}=-\frac{{\Delta H}}{{RT}}+\frac{{\Delta S}}{R} $
(3) $ \Delta G=\Delta H -T\Delta S $
(4) 图 7为加入L(or D)-GQDs前后ctDNA-EB-GQDs体系的van’t Hoff图, 所求出的ΔH、ΔS和ΔG如表S1所示, 两个ctDNA-EB-GQDs体系的ΔG为负值表明, L(or D)-GQDs与ctDNA-EB复合物的结合过程是自发的.在两个ctDNA-EB-GQDs体系中, ΔH和ΔS均为负值, 表明两个体系的主要作用力均为氢键和范德华相互作用[32].
图 7
2.2.5 结合相互作用的影响
FT-IR和XPS表征反映了在L(or D)-GQDs的表面携带有胺基官能团, 且通过ζ-电势测量可知(图S2), L-GQDs与D-GQDs均带正电荷, 分别为+2.5 mV、+2.8 mV, 而ctDNA在溶液中携带负电(-10.9 mV).因此, ctDNA与L(or D)-GQDs之间存在静电相互作用, 并可能受强电解质(如NaCl和CaCl2)的影响[33].因此, 研究了强电解质(NaCl和CaCl2)对L(or D)-GQDs与ctDNA之间的结合相互作用的影响, 并通过修正的Stern-Volmer方程(式2)分析了具有或不具有电解质的三种ctDNA-EB-GQDs体系的结合常数. 图 8为存在或不存在电解质的两种ctDNA-EB-GQDs体系的修正的Stern-Volmer图, 计算出的Ka值显示在表S2中.在ctDNA-EB-GQDs体系中, NaCl的存在使体系的Ka值均略有下降, 在CaCl2存在下, Ka值下降更为显著, 这意味着两个手性石墨烯量子点与ctDNA之间可能存在静电吸引.
图 8
ctDNA与L(or D)-GQDs之间的嵌插结合可能会受到某些化学变性剂(Urea和GuHCl)的影响[33], 因为这些化学变性剂会干扰碱基对的氢键并解开ctDNA的双链[34].因此, 研究在添加化学变性剂前后L(or D)-GQDs与ctDNA之间的结合相互作用, 以阐明这些化学变性剂的影响. 图 8显示了存在和不存在化学变性剂条件下的ctDNA-EB-GQDs体系修正的Stern-Volmer图, 计算出的Ka值显示于表S2.由表S2可知, 在Urea和GuHCl的存在下, 体系的Ka值均显著降低, 表明这些化学变性剂可以解开ctDNA的双螺旋结构, 并从ctDNA的双螺旋结构中释放出L(or D)-GQDs.
2.3 ctDNA的构象结构研究
2.3.1 圆二色光谱法
CD光谱法可在ctDNA与L(or D)-GQDs相互作用后提供ctDNA的构象信息[33].在典型的ctDNA的CD光谱中, 在245 nm附近的负峰归因于右旋B型螺旋, 在275 nm附近的正峰属于碱基堆积[33].这些吸收峰在ctDNA与不同物质分子之间的结合相互作用后可能会发生变化.为了揭示L(or D)-GQDs对ctDNA手性构象的影响, 图 9显示了ctDNA、L(or D)-GQDs和具有不同物质的量比的[GQDs]:[ctDNA]的CD光谱.如图 9所示, 随着D-GQDs浓度的增加, ctDNA在245 nm处负峰的强度增加, 而在275 nm处正峰强度显著下降, 并伴有明显的波长红移.而L-GQDs与ctDNA的结合, 仅引起了275 nm处的正峰强度轻微下降, 波长不发生明显移动, 245 nm处的负峰强度几乎没有改变.这证明了具有右手手性的石墨烯量子点(D-GQDs)与具有右手B型螺旋的ctDNA结合较强, 这与之前荧光实验结果一致, D-GQDs不仅削弱了ctDNA的右手B型螺旋性, 还降低了ctDNA碱基堆积作用, 而具有左手手性的石墨烯量子点(L-GQDs)由于空间位阻效应的影响, 与DNA结合较弱[35], 仅仅降低了ctDNA的碱基堆积作用, 而对ctDNA的右手B型螺旋性没有明显影响, 为了进一步证明手性石墨烯量子点与ctDNA结合的构象差异性, 我们还通过红外实验对手性石墨烯量子点与ctDNA结合进行进一步验证.
图 9
2.3.2 红外吸收光谱法
FT-IR光谱可用于分析ctDNA与L(or D)-GQDs相互作用后的构象变异[33]. 图 10显示了ctDNA的FT-IR光谱, 以及ctDNA-GQDs与相应GQDs在[complex]/ [ctDNA]值不同时的FT-IR光谱差异.在ctDNA的FT-IR光谱中, ctDNA在835 cm-1附近显示出磷酸盐伸缩振动峰, 这反映了ctDNA的右手B型螺旋结构[24].脱氧核糖的伸缩振动峰约在968 cm-1, 这归因于ctDNA的脱氧核糖C—C和C—O伸缩振动[33].在1222和1090 cm-1处出现两个明显的频率峰值, 分别归因于磷酸盐的不对称和对称振动.此外, 随着[GQDs]/[ctDNA]值的增加, 磷酸盐伸缩振动带(835 cm-1)的强度和位置均不变.脱氧核糖伸缩振动(968 cm-1)和磷酸盐振动(1222和1090 cm-1)的峰值位置均保持恒定.表明在L(or D)-GQDs作用下, ctDNA仍然保留内部脱氧核糖结构和右手B型螺旋结构.
图 10
此外, ctDNA在1716至1490 cm-1范围内还显示出4个含氮碱基的伸缩振动峰.如图 10所示, 在1490和1610 cm-1处的频率峰值分别归因于胞嘧啶(C)和腺嘌呤(A)的伸缩振动.在1659和1716 cm-1处的频率峰值分别归因于胸腺嘧啶(T)的拉伸振动和鸟嘌呤(G)的面内伸缩振动[33].这些频率峰值的变化可用于分析配合物与ctDNA的结合机制.随着[GQDs]/[ctDNA]值的增加, A碱基和T碱基的伸缩振动峰位置几乎无影响.但是, C碱基和G碱基的伸缩振动带明显发生红移或蓝移, 这表明L(or D)-GQDs与ctDNA的G-C碱基对之间的结合相互作用更强[36].
这些振动峰强度的变化可用于分析L(or D)-GQDs与ctDNA的结合机制. FT-IR光谱中的相对振动强度变化是通过使用脱氧核糖伸缩振动强度(968 cm-1)作为参比来计算的.如图 10所示, 在1090 cm-1处的峰值相对强度增加, 但在1222 cm-1处的峰值相对强度稍微降低.因此, L(or D)-GQDs可从不对称结构诱导ctDNA对称结构的形成.在4个含氮碱基伸缩振动峰中, 4个峰值的相对强度均增加, 但在1610 cm-1处的峰值相对强度增加幅度较大.说明与A-T碱基对相比, G-C碱基对发生更多的变化, 这种振动的变化归因于L(or D)-GQDs与ctDNA的G-C碱基对的活性位点之间的结合作用[36].据报道, 振动峰强度和峰位置的变化通常反映了物质小分子与ctDNA的嵌插结合模式[37].以上结果表明L(or D)-GQDs更倾向于与DNA的G-C碱基对相互作用.且值得注意的是, 由于配体L(or D)-Trp的存在使GQDs具备不同的手性, 因此造成了L(or D)-GQDs与DNA结合的手性差异. ctDNA与D-GQDs结合后的各个峰强度和位置的变化均比与L-GQDs作用后的变化更显著, 这也从另一方面证明了ctDNA与D-GQDs之间的结合较强.
3. 结论
本工作通过简单的一步水热法, 制备了具有手性的石墨烯量子点(L(or D)-GQDs), 并对该量子点与ctDNA的结合作用模式进行了系统地探究.结果证明了, 所制备的手性石墨烯量子点具有优异的荧光性能以及较好的水溶性.通过与ctDNA的作用模式探究, 反映了L(or D)-GQDs与ctDNA之间的结合模式均为嵌插结合, 主要作用力为氢键和范德华相互作用力, 并伴随着轻微的静电结合力.值得注意的是, 由于空间位阻效应的影响, 具备右手性的D-GQDs与ctDNA之间的结合能力较强, L-GQDs与ctDNA的结合较弱.一些化学变性剂如Urea、GuHCl的存在可以诱发ctDNA的双螺旋结构解开, 并从ctDNA的双螺旋结构中释放出L(or D)-GQDs.圆二色光谱法和红外光谱法证明了L(or D)-GQDs均通过与DNA的G-C碱基对之间的氢键进行了嵌插结合, 并影响了DNA的碱基堆积, 但是L-GQDs由于较大的空间位阻与DNA结合能力较小, 因此对DNA的B型螺旋结构无明显影响, 而D-GQDs则明显地削弱了DNA的螺旋性.这些结果提供了有关手性石墨烯量子点与ctDNA之间结合机理的详细信息.为L(or D)-GQDs作为一种有潜力的荧光探针用于细胞追踪以及成像领域提供理论参考.
4. 实验部分
手性石墨烯量子点的制备: L(or D)-GQDs通过热解法进行制备.摩尔浓度是根据MALDI-TOF-MS测定的平均相对分子量(≈603 g·mol-1)进行计算的.首先将1.0 g柠檬酸一水合物和1.0 g L(or D)-色氨酸(Trp)溶解于15 mL水中.在此, 柠檬酸和Trp分别用作碳源和掺杂元素源.然后, 将混合物溶液转移到聚四氟乙烯密封高压釜中, 在180 ℃条件下反应1.5 h.然后, 用500 Da透析袋(中国上海绿鸟科技发展有限公司)进行透析2 d, 以纯化产物.透析后, 通过冷冻干燥法, 获得L(or D)-GQDs的黄色棉花糖状固体.最后, 将L(or D)-GQDs作为储备溶液, 重新分散在超纯水中, 以备后用.
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图 1 L(or D)-GQDs表征: (a) L(or D)-GQDs和L(or D)-Trp的圆二色光谱, c(L(or D)-GQDs)=2.5×10-2 mol·L-1; (b)归一化的L-GQDs的UV-vis吸收光谱和荧光光谱.插图:在白光(右)和365 nm紫外灯(左)辐射下的GQDs照片; (c) L-GQDs在不同激发波长下的荧光发射光谱; (d) L-GQDs的红外吸收光谱图; (e), (f) L-GQDs的XPS图; (g) L-GQDs的TEM和HRTEM图像
Figure 1 Characterization of L(or D)-GQDs: (a) Circular dichroism spectra of L(or D)-GQDs and L(or D)-Trp, c(L(or D)-GQDs)=2.5×10-2 mol·L-1; (b) Normalized UV-vis absorption spectrum of GQDs, Insert: Photograph of GQDs under the radiation of white light (Right) and 365 nm UV lamp (Left); (c) Fluorescence emission spectra of L-GQDs at different excitation wavelengths; (d) FTIR spectrum of L-GQDs; (e), (f) XPS survey spectrum of L-GQDs; (g) TEM and HRTEM images of L-GQDs
表 1 ctDNA(EB)-GQDs体系在不同温度下的Stern-Volmer猝灭常数
Table 1. Stern-Volmer quenching constants of ctDNA(EB)-GQDs system at various temperatures
System T/K Ksv/ (104 L·mol-1) R2a S.D.b ctDNA(EB)-L-GQDs 298 0.84 0.999 0.003 304 0.63 0.999 0.002 310 0.47 0.999 0.002 ctDNA(EB)-D-GQDs 298 1.35 0.999 0.009 304 0.87 0.999 0.010 310 0.58 0.999 0.008 a R2 is the correlation coefficient; b S.D. is standard deviation. -

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